MINISTERIO DE AGRICULTURA Y RIEGO INSTITUTO NACIONAL DE INNOVACIÓN AGRARIA-INIA DIRECCIÓN DE RECURSOS GENÉTICOS Y BIOTECNOLOGÍA SUBDIRECCIÓN DE RECURSOS GENÉTICOS METODOLOGÍAS ANALÍTICAS EN QUINUA Proyecto PNIA 069_PI “Caracterización poscosecha de quinuas comerciales del INIA en condiciones productivas de la región Lima para promover su consumo en el mercado nacional e internacional” METODOLOGÍAS ANALÍTICAS EN QUINUA Metodologías analíticas en quinua Tabla de Ministerio de Agricultura y Riego Ministro de Agricultura y Riego CONTENIDO Ing. Jorge Luis Montenegro Chavesta AGRADECIMIENTO ............................................................................................................... 9 Viceministro de Desarrollo e Infraestructura Agraria y Riego Econ. Carlos Alberto Ynga La Plata PRESENTACIÓN .................................................................................................................. 10 1. CARACTERIZACIÓN FÍSICA DE SEMILLAS/GRANOS DE QUINUA ............................................ 13 Viceministra de Políticas Agrarias 1.1. Longitud, diámetro, área, radio y peso de semillas y granos de quinua ............................................................... 13 Econ. Paula Rosa Carrión Tello 1.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 13 Jefe del INIA 1.1.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 13 Jorge Luis Maicelo Quintana, Ph. D. 1.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 13 1.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 13 © Instituto Nacional de Innovación Agraria-INIA 1.1.5. Procedimiento experimental ........................................................................................................................................... 13 1.1.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 14 Autores: Anexo ......................................................................................................................................................................................... 14 Fredy Quispe Jacobo 1.2. Color de semillas/granos de quinua ..................................................................................................................... 15 Hans Amao Castilla Carlos Medina Saldivar 1.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 15 Karina Ccapa Ramirez 1.2.2. Materiales y equipos ........................................................................................................................................................ 15 1.2.3. Muestreo .......................................................................................................................................................................... 15 Editado por: 1.2.4. Preparación de la muestra ................................................................................................................................................ 15 Instituto Nacional de Innovación Agraria - INIA 1.2.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 15 Equipo Técnico de Edición y Publicaciones 1.2.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 15 Av. La Molina 1981, Lima- Perú Anexo ......................................................................................................................................................................................... 16 (51 1) 240-2100 / 240-2350 www.inia.gob.pe 2. COMPOSICIÓN QUÍMICO-PROXIMAL DE SEMILLAS Y PROCESADOS DE QUINUA.................. 17 2.1. Análisis de humedad y materia seca..................................................................................................................... 17 Editor general: Eliana Alviárez Gutierrez, D. Sc. 2.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 17 2.1.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 17 Revisión de contenido: 2.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 17 Gabriela Salazar Alvarez 2.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 17 Betty Flores Gonzales 2.1.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 17 Heillen Calderón Castillo 2.1.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 18 2.2. Análisis de cenizas ................................................................................................................................................ 19 Diseño y diagramación: 2.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 19 Abner Fernando Mio Torrejón 2.2.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 19 Luis Carlos Arévalo Mercado 2.2.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 19 Jeams López Acaro 2.2.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 19 2.2.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 19 Publicado: 2.2.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 20 Diciembre 2019 Primera edición: Diciembre 2019 2.3. Análisis de proteínas ............................................................................................................................................. 21 Tiraje: 2 000 ejemplares 2.3.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 21 2.3.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 21 Impreso en: 2.3.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 21 Vayu Advertising & Communications S.A.C 2.3.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 21 De los Ingenieros 110 – Dpto 102 – Surco 2.3.5. Preparación de reactivos ................................................................................................................................................. 21 Correo electrónico: ventas@vayucomunicaciones.com 2.3.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 22 Teléfono: 964 389 548 2.3.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 24 Anexo ......................................................................................................................................................................................... 25 ISBN: 978-9972-44-045-8. Hecho el Depósito Legal en la Biblioteca Nacional del Perú N° 2019-19280 Prohibida la reproducción de este libro por cualquier medio, total o parcialmente, sin permiso expreso. 2.4. Estandarización de la solución de ácido clorhídrico ............................................................................................. 26 4. SAPONINAS EN SEMILLAS/ GRANOS DE QUINUA ................................................................ 47 2.4.1. Fundamento ..................................................................................................................................................................... 26 4.1. Análisis de saponinas por el método afrosimétrico .............................................................................................. 47 2.4.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 26 4.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 47 2.4.3. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 26 4.1.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 47 2.4.4. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 26 4.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 47 2.4.5. Referencias ...................................................................................................................................................................... 27 4.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 47 2.5. Análisis de grasa ................................................................................................................................................... 28 4.1.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 47 2.5.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 30 4.1.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 48 2.5.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 30 4.2. Análisis de saponinas por el método espectrofotométrico UV- Vis ...................................................................... 49 2.5.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 30 4.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 49 2.5.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 30 4.2.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 49 2.5.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 28 4.2.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 49 2.5.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 28 4.2.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 49 2.5.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 30 4.2.5. Preparación de reactivos ................................................................................................................................................. 49 2.6. Análisis de fibra cruda ........................................................................................................................................... 31 4.2.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 49 2.6.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 31 4.2.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 51 2.6.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 31 4.3. Análisis de saponinas según el método de cromatografía de capa delgada (TLC) ................................................ 52 2.6.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 31 4.3.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 52 2.6.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 31 4.3.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 52 2.6.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 31 4.3.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 52 2.6.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 31 4.3.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 52 2.6.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 33 4.3.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 52 Anexo ......................................................................................................................................................................................... 34 4.3.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 53 4.3.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 54 3. COMPUESTOS BIOACTIVOS Y CAPACIDAD ANTIOXIDANTE DE SEMILLAS Y PROCESADOS DE Anexo ......................................................................................................................................................................................... 55 QUINUA ............................................................................................................................. 35 3.1. Análisis de compuestos fenólicos totales ............................................................................................................. 35 3.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 35 5. ALMIDÓN DE QUINUA ........................................................................................................ 56 3.1.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 35 5.1. Extracción del almidón ......................................................................................................................................... 56 3.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 35 5.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 56 3.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 35 5.1.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 56 3.1.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 35 5.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 56 3.1.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 36 5.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 56 3.1.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 37 5.1.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 56 5.1.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 57 3.2. Análisis de flavonoides totales .............................................................................................................................. 38 5.1.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 57 3.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 38 3.2.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 38 5.2. Análisis del contenido de amilosa.......................................................................................................................... 58 3.2.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 38 5.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 58 3.2.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 38 5.2.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 58 3.2.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 38 5.2.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 58 3.2.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 39 5.2.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 58 3.2.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 40 5.2.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 58 5.2.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 58 3.3. Capacidad antioxidante según ABTS ..................................................................................................................... 41 5.2.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 60 3.3.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 41 5.3. Análisis de solubilidad y poder de hinchamiento ................................................................................................. 61 3.3.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 41 3.3.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 41 5.4. 5.3.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 61 3.3.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 41 5.3.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 61 3.3.5. Preparación de los reactivos ............................................................................................................................................ 41 5.3.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 61 3.3.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 41 5.3.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 61 3.3.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 43 5.3.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 61 5.3.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 63 3.4. Capacidad antioxidante según DPPH .................................................................................................................... 44 3.4.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 44 3.4.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 44 3.4.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 44 3.4.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 44 3.4.5. Preparación de reactivos ................................................................................................................................................. 44 3.4.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 44 3.4.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 46 5.4. Análisis de las propiedades de pasta .................................................................................................................... 64 5.4.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 64 5.4.2. Materiales y equipos ....................................................................................................................................................... 64 5.4.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 64 5.4.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 64 5.4.5. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 64 5.3.6. Referencias ...................................................................................................................................................................... 66 6. COMPUESTOS FENÓLICOS POR CROMATOGRAFÍA LÍQUIDA -HPLC ...................................... 67 AGRADECIMIENTO 6.1. Fundamento ......................................................................................................................................................... 67 6.2. Reactivos, materiales y equipos ........................................................................................................................... 67 6.3. Muestreo .............................................................................................................................................................. 67 6.4. Preparación de la muestra .................................................................................................................................... 67 Al Programa Nacional de Innovación 6.5. Preparación de los reactivos ................................................................................................................................. 67 Agraria – PNIA por el financiamiento del 6.6. Procedimiento ...................................................................................................................................................... 68 Proyecto de Investigación “Caracterización 6.7. Referencias ........................................................................................................................................................... 73 poscosecha de quinuas comerciales del 7. PLAGUICIDAS EN SEMILLAS POR CROMATOGRAFÍA GASEOSA GC-ECD ................................ 75 INIA en condiciones productivas de la 7.1. Fundamento ......................................................................................................................................................... 75 región Lima para promover su consumo en 7.2. Reactivos, materiales y equipos ........................................................................................................................... 75 el mercado nacional e internacional”. 7.3. Muestreo .............................................................................................................................................................. 75 7.4. Preparación de la muestra .................................................................................................................................... 75 Especialmente dedicamos este trabajo a 7.5. Procedimiento ...................................................................................................................................................... 75 7.6. Referencias ........................................................................................................................................................... 79 los investigadores del Instituto Nacional de Innovación Agraria – INIA por su dedicación 8. MINERALES EN SEMILLAS Y PROCESADOS DE QUINUA POR ESPECTROSCOPÍA DE ABSORCIÓN a la investigación agraria en nuestro país. MOLECULAR Y ATÓMICA ..................................................................................................... 81 8.1. Análisis de fósforo ................................................................................................................................................ 81 8.1.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 81 8.1.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 81 8.1.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 81 8.1.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 81 8.1.5. Preparación de reactivos ................................................................................................................................................. 82 8.1.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 82 8.1.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 84 8.2. Análisis de potasio, calcio, magnesio, zinc, cobre y hierro ................................................................................... 85 8.2.1. Fundamento .................................................................................................................................................................... 85 8.2.2. Reactivos, materiales y equipos ...................................................................................................................................... 85 8.2.3. Muestreo ......................................................................................................................................................................... 85 8.2.4. Preparación de la muestra ............................................................................................................................................... 85 8.2.5. Preparación de reactivos ................................................................................................................................................. 85 8.2.6. Procedimiento ................................................................................................................................................................. 85 8.2.7. Referencias ...................................................................................................................................................................... 88 Anexo ......................................................................................................................................................................................... 89 9 PRESENTACIÓN El libro “Metodologías analíticas en quinua”, es el resultado de la implementación y validación de métodos analíticos en quinua durante la ejecución del Proyecto “Caracterización poscosecha de quinuas comerciales del INIA en condiciones productivas de la región Lima para promover su consumo en el mercado nacional e internacional”, por lo que está dirigido a estudiantes, docentes e En la actualidad se ha desarrollado, validado y publicado una extensa cantidad de investigadores que deseen conocer e implementar metodologías en quinua. métodos analíticos en quinua dirigidos a la evaluación cualitativa y cuantitativa de analitos en diferentes matrices como semillas, granos crudos, escarificados, El documento, presenta metodologías analíticas utilizadas en la evaluación cocidos, extruidos, barras energéticas, panes, fideos, entre otros. Esta extensa de características físicas, color, composición nutricional, fenólicos totales, cantidad de publicaciones y las particularidades de la matriz, su preparación y análisis, flavonoides totales, actividad antioxidante, saponinas, almidones y sus representan un reto para todo investigador que desea evaluar analitos de naturaleza propiedades reológicas; así como métodos de cromatografía líquida (HPLC) primaria, secundaria, mineral o propiedades inherentes a la composición y funcionalidad para el análisis de compuestos fenólicos y cromatografía gaseosa para el de la matriz. Por este motivo, el documento técnico “Metodologías analíticas en quinua”, análisis de los plaguicidas dimetoato, clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina. se constituye en un documento de consulta para la aplicación de los diferentes métodos En la parte final del documento, se describen los métodos utilizados en la analíticos disponibles en quinua (Chenopodium quinoa Willd.). evaluación de minerales, utilizando técnicas espectroscópicas de absorción molecular para el fósforo y absorción atómica (AAS) para el potasio, calcio, magnesio, zinc, cobre y hierro. Esperamos que la información presentada en el documento, contribuya al análisis de la diversidad de la quinua y los granos andinos, así como su investigación, innovación y puesta en valor. Los autores 10 11 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 1. CARACTERIZACIÓN FÍSICA DE SEMILLAS/GRANOS DE QUINUA 1.1. Longitud, diámetro, área, radio y peso de semillas y granos de quinua 1.1.1. Fundamento La determinación de longitud, diámetro, área, radio y peso de las semillas/granos de quinua es importante para controlar su calidad y tecnologías utilizadas dentro de los procesos y operaciones poscosecha de la quinua. Entre estos se encuentran la limpieza, escarificado, lavado, clasificado, transporte, secado y almacenamiento. El conocimiento de la morfología y el tamaño de las semillas/granos de quinua es esencial para el diseño adecuado de los equipos para la limpieza, clasificación y separación (Vilche, Gely, y Santalla, 2003). Los granos de quinua presentan valores de diámetro entre 1.0 mm a 3.0 mm y se considera como un criterio de calidad para los consumidores finales (Gómez y Aguilar, 2016). Según la NTP 205.062, la semilla escarificada de quinua (grano) se clasifica en tres categorías por su diámetro: tamaño grande (mayores a 1.70 mm), tamaño mediano (1.40 mm a 1.70 mm) y tamaño pequeño (menores a 1.40 mm) (INACAL, 2014). 1.1.2. Materiales y equipos Materiales: pinzas y espátulas de acero. Equipos: balanza de precisión (Sartorius, TE6101), balanza analítica (AND, HR-250AZ) y microscopio digital de mano (Dino-Lite, AM3113T). 1.1.3. Muestreo Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 1.1.4. Preparación de la muestra Ventear las semillas/granos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños. Retirar manualmente los granos defectuosos, tales como semillas/granos quebrados, granos recubiertos (con perigonio) y otros defectos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). 1.1.5. Procedimiento experimental Características morfológicas • Seleccionar en forma aleatoria 20 unidades y con la ayuda del microscopio digital (Dino-Lite, AM3113T), tomar fotografías individuales de cada uno de las semillas/granos sobre una superficie blanca. • Guardar las fotografías tomadas con el microscopio digital en formato JPEG. • Registrar las medidas de la circunferencia (mm), área (mm2) y radio (mm) de las semillas/granos con el software DinoCapture (versión 2.0) • Calcular el diámetro de las semillas/granos de quinua de acuerdo a la siguiente expresión: Diámetro (mm) = radio * 2 12 13 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Peso de 1 000 semillas/granos (g) 1.2. Color de semillas/granos de quinua • Seleccionar en forma aleatoria 25 gramos de muestra y con la ayuda de pinzas y espátulas hacer el conteo 1.2.1. Fundamento manual de 1 000 unidades de semillas/granos de quinua. Realizar el conteo por quintuplicado. El color es el primer parámetro sensorial de calidad que evalúan los consumidores y es importante para la aceptabilidad • Realizar el pesado de 1 000 semillas/granos en una balanza analítica y registrar los valores obtenidos. de un producto. La evaluación del color mediante inspección visual se caracteriza por ser subjetiva, por ello se recomienda determinar el color mediante el uso de instrumentos que midan el color (León, Mery, Pedreschi, y León, 1.1.6. Referencias J., 2006). El espacio de color L*a*b* o CIELab es un estándar internacional, adoptado por la Commission Internationale de l’Eclairage (CIE), para la medición del color y es el más utilizado en alimentos frescos y procesados (Pathare, Opara y CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Al-Said, 2013). Las semillas de quinua expresan una amplia variedad de colores: blanco, crema, amarillo, anaranjado, Gómez, L. y Aguilar, E. (2016). Guía de cultivo de la quinua (2nd ed.). Lima: FAO-Universidad Nacional Agraria La Molina. rosado, rojo, púrpura, café y negro (Rojas y Pinto, 2015); que se deben a la existencia de moléculas con grupos cromóforos como las betalaínas, carotenoides, compuestos fenólicos, entre otros. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima: INACAL. Vilche, C., Gely, M. y Santalla, E. (2003). Physical properties of quinoa seeds. Biosystems Engineering, 86(1), 5 9–65. 1.2.2. Materiales y equipos doi: 10.1016/S1537-5110(03)00114-4 Materiales: espátulas de acero, placa de vidrio óptico (CM-A128) y placa de calibración (CR-A43). Anexo Equipos: colorímetro (Konica Minolta, CR400) y balanza de precisión (Sartorius, TE6101). 1.2.3. Muestreo Anexo 1. Características morfológicas de las semillas de quinua Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 1.2.4. Preparación de la muestra Ventear las semillas/granos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños. Retirar de forma manual los granos defectuosos, tales como semillas/granos quebrados, granos recubiertos (con perigonio) y otros defectos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). 1.2.5. Procedimiento • Calibrar el colorímetro utilizando la placa estándar de color blanco (CR-A43). • Colocar las semillas/granos de quinua en la placa de vidrio óptico (CM-A128), llenarlo con aproximadamente 10 g de muestra. • Colocar la placa de vidrio óptico en el accesorio para materiales granulares. • Registrar los valores triestímulo en el espacio de color L*a*b*, así como los valores Chroma (C*) y Hue (h). 1.2.6. Referencias CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima: INACAL. León, K., Mery, D., Pedreschi, F. y León, J. (2006). Color measurement in L*a*b* units from RGB digital images. Food Research International, 39(10), 1084–1091. doi: 10.1016/j.foodres.2006.03.006 Pathare, P. B., Opara, U. L. y Al-Said, F. A. J. (2013). Colour measurement and analysis in fresh and processed foods: a review. Food and Bioprocess Technology, 6(1), 36–60. doi: 10.1007/s11947-012-0867-9 Rojas, W. y Pinto, M. (2015). Ex Situ conservation of quinoa: the Bolivian experience. En K. Murphy y J. Matanguiban (Eds.), Quinoa: Improvement and Sustainable Production (pp. 125–160). New Jersey: John Wiley & Sons. 14 15 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Anexo 2. COMPOSICIÓN QUÍMICO-PROXIMAL DE Anexo 2. Medición del color en espacio CIELab en semillas de quinua SEMILLAS Y PROCESADOS DE QUINUA 2.1 Análisis de humedad y materia seca 2.1.1. Fundamento La determinación del contenido de humedad es una de las mediciones más utilizadas e importantes en los procesos de molienda y almacenamiento de cereales. El contenido de humedad se determina según el método 930.15 (AOAC, 1990). Este método se basa en la pérdida del peso debido a la evaporación del agua en el punto de ebullición, hasta llegar al peso constante (Kirk, Sawyer, y Egan, 2008). Por otra parte, la materia seca de un alimento, se entiende como la suma de todos los componentes no volátiles del mismo, incluyéndose lípidos, carbohidratos, proteínas y minerales, entre otros, que se determina en % como la diferencia con respecto al peso total. 2.1.2. Materiales y equipos Materiales: placas y pinzas de acero inoxidable, campana desecadora, gel de sílice y mortero de porcelana. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UFE 500) y molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200). 2.1.3. Muestreo Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 2.1.4. Preparación de la muestra Semillas/granos crudos Ventear las semillas/granos crudos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños y luego, retirar de forma manual los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, moler las semillas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaño de partícula menor de 0.5 mm de diámetro. Granos procesados (extruidos y cocidos) Realizar la molienda de los granos procesados en un molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. Almidón nativo Realizar la molienda de forma manual con un mortero, hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. 2.1.5. Procedimiento • Pesar 2 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en una placa de acero previamente secada a 98 °C – 100 °C. Registrar el peso de la placa vacía y el peso de la muestra. • Introducir la placa de acero con la muestra en la estufa a 135 °C a presión atmosférica. Es necesario que la estufa tenga una salida de aire constante. • Secar el material hasta alcanzar una masa constante. 16 17 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Retirar las placas de la estufa y dejar enfriar a temperatura ambiente en la campana desecadora. 2.2 Análisis de cenizas • Registrar el peso de la placa más la muestra seca. 2.2.1. Fundamento Cálculo El concepto de cenizas se refiere al residuo inorgánico que queda después de la ignición u oxidación completa de la materia orgánica y representa el contenido de sales y minerales de un producto alimenticio (Nielsen, 2010). Reportar la pérdida de peso, como el contenido de humedad y el peso del residuo, como materia seca: Las cenizas se determinan según el método 942.05 (AOAC, 1990), el cual se calcula como el residuo que queda luego de calcinar la muestra a 600 °C en una mufla. En el caso de la quinua, el contenido de cenizas es variable, Humedad (%) = Pt - Pf *100 reportándose valores entre 2.12 % y 5.21 % (Rojas y Pinto, 2015). W 2.2.2. Materiales y equipos Donde: Materiales: crisoles de porcelana, espátulas y pinzas de acero, campana desecadora, gel de sílice y mortero de Pt = Peso de la placa + peso de la muestra (g) porcelana. Pf = Peso de la placa + peso de la muestra seca (g) W = Peso de la muestra (g) Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UFE 500), mufla eléctrica (Thermo Scientific, FB1410M) y molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200). El contenido de materia seca se calcula por diferencia de (100 %) menos el porcentaje de humedad encontrada. 2.2.3. Muestreo Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ Materia Seca (%) = 100 % - Humedad (%) GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. Ejemplo: 2.2.4. Preparación de la muestra Muestra: Almidón de quinua W = 2.0000 g Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de humedad y materia seca”. Pt = 43.2995 g Pf = 43.0933 g 2.2.5. Procedimiento 43.2295 - 43.0933 • Pesar 2 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un crisol de porcelana, previamente secado a 98 °C – Humedad (%) = *100 2.0000 100 °C. Registrar el peso del crisol vacío y el peso de la muestra. Humedad (%) = 10.31 • Introducir el crisol en la mufla eléctrica, encender el equipo y ajustar la temperatura a 600 °C. Materia Seca (%) = 89.69 • Incinerar las muestras por 2 horas o hasta completar la incineración (residuo final blanco/gris). Apagar la mufla y retirar los crisoles cuando la temperatura al interior de la mufla sea menor a 250 °C. 2.1.6. Referencias • Colocar los crisoles en la campana desecadora y dejar enfriar a temperatura ambiente. AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed.). Arlington: • Registrar el peso del crisol más el residuo de la incineración. Association of Analytical Chemists. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Cálculo Kirk, R. S., Sawyer, R. y Egan, H. (2008). Composición y análisis de alimentos de Pearson. México D.F.: Grupo Editorial Reportar el peso del residuo de la ignición como el contenido de ceniza: Patria. Cenizas (%) = Pc - Pv 100 W * Donde: Pv = Peso del crisol vacío (g) Pc = Peso del crisol + cenizas (g) W = Peso de la muestra (g) 18 19 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Ejemplo: 2.3. Análisis de proteínas Muestra: Semilla de quinua 2.3.1. Fundamento Pv = 42.0905 g Pc = 42.1379 g El contenido de proteínas se determina según el método 984.13 (AOAC, 1990) con ciertas modificaciones, el cual W = 2.0000 g se fundamenta en el método Kjeldahl. Dentro del método, las proteínas y los demás compuestos orgánicos se digieren con ácido sulfúrico caliente en presencia de catalizadores hasta convertir el nitrógeno orgánico de la Cenizas (%) = 42.1379 - 42.0905 *100 muestra en sulfato de amonio. La solución digerida se neutraliza con una solución alcalina y se destila el amonio 2.0000 sobre una solución de ácido bórico. Los aniones borato formados se titulan con una solución ácida estandarizada y Ceniza (%) = 2.37 se calcula el contenido de nitrógeno de la muestra. El contenido de proteínas de los granos de quinua, en general, son superiores a los reportados en cereales y se encuentran en el rango de 10.21 % a 18.39 % (Rojas y Pinto, 2014), caracterizándose por presentar un alto valor biológico debido a su alto contenido de lisina, el principal aminoácido Observaciones limitante en los cereales (D’Amico, Schoenlechner, Tömösköszi, y Langó, 2017). En el caso del almidón nativo, realizar el calentamiento de la muestra por 1-2 horas a 250 °C y luego subir la 2.3.2. Reactivos, materiales y equipos temperatura a 600 °C. Reactivos: ácido sulfúrico, hidróxido de sodio, ácido bórico, ácido clorhídrico, sulfato de cobre, sulfato de potasio, etanol absoluto, rojo de metilo y verde de bromocresol. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de 2.2.6. Referencias las marcas Merck® y J.T. Baker®. AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed.). Arlington: Materiales: espátulas de acero, tubos de digestión, vasos de precipitado, fiolas, matraces, buretas, pipetas Association of Analytical Chemists. graduadas, soporte universal, bombilla de succión y probetas graduadas. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), digestor múltiple (Büchi, K439), destilador automático (Büchi, K355), bomba de aspiración de gases (Velp Scientifica, JP), neutralizador de gases (Velp Scientifica, SMS), campana Nielsen, S. S. (2010). Food analysis (4th ed.). New York: Springer Science+Business Media. extractora de gases (Labconco, Premier) y molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200). Rojas, W. y Pinto, M. (2015). Ex Situ conservation of quinoa: the Bolivian experience. En K. Murphy, K. y J. Matanguiban (Eds.), Quinoa: Improvement and Sustainable Production (pp. 125–160). New Jersey: John Wiley & Sons. 2.3.3. Muestreo Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 2.3.4. Preparación de la muestra Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de humedad y materia seca”. 2.3.5. Preparación de reactivos Indicador verde de bromocresol-rojo de metilo Mezclar 25 mL de solución de verde de bromocresol (0.2 %) diluido en alcohol con 5 mL de solución de rojo de metilo (0.2 %) diluido en alcohol. Solución de hidróxido de sodio (30 %) Pesar 300 g de hidróxido de sodio en un vaso de precipitado de 1 000 mL, agregar 800 mL de agua destilada y disolver el soluto en una campana extractora de gases. Una vez que el soluto esté completamente disuelto, esperar que la solución se enfrie. Finalmente, trasvasar la solución a una fiola de 1 000 mL y enrasar con agua destilada. Solución de ácido bórico (4 %) Pesar 4 g de ácido bórico en un vaso de precipitado de 250 mL, agregar 80 mL de agua destilada y calentar la mezcla a 80 °C en un agitador magnético con calefacción. Una vez que el soluto este completamente disuelto, esperar que la solución se enfrie, luego, trasvasar a una fiola de 100 mL y enrasar con agua destilada. 20 21 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Solución estandarizada de ácido clorhídrico (0.05 N) Destilación Véase el método “Estandarización de la solución de ácido clorhídrico” detallado en el siguiente método de análisis. • Verificar el nivel de llenado de los tanques de abastecimiento (NaOH (30 %) y agua destilada) y abrir la llave principal del agua para refrigeración. Catalizador sulfato de potasio-sulfato de cobre • Encender el equipo y esperar que culmine la verificación automática del funcionamiento del generador de vapor. Pesar 0.25 g de sulfato de cobre y moler finamente en mortero, agregar 100 g de sulfato de potasio y mezclar hasta homogenizar. • Ajustar el tiempo de destilación en 5 minutos y la potencia de vapor de destilación (100 %) en el panel de control del destilador. 2.3.6. Procedimiento • Agregar cuidadosamente 15 mL de agua destilada en el tubo de digestión con la muestra digerida y colocar el Digestión tubo en la unidad de destilación. Añadir entre 15 mL a 30 mL de solución de hidróxido de sodio (30 %) al tubo de • Pesar 0.25 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un tubo de digestión Büchi, agregar 1 g de digestión desde el panel de control. catalizador y luego adicionar 5 mL de ácido sulfúrico concentrado 95 % – 97 %. • Colocar 5 mL de solución de ácido bórico (4 %) en un matraz, añadir de 2 a 3 gotas del indicador y colocarlo en • Colocar los tubos en los racks del digestor múltiple y conectar el módulo de aspiración con la bomba y el el tubo de salida del condensador de la unidad de digestión. neutralizador de gases. • Destilar la muestra digerida pulsando el botón START del panel de control. • Encender el digestor y crear los métodos de digestión con los perfiles de temperatura indicados en las tablas 1 y • Finalizado el proceso de destilación, retirar el tubo de digestión y el matraz donde se colectó el destilado. 2, de acuerdo a las indicaciones del manual de instrucciones del equipo (BÜCHI, 2017). Titulación • Cargar el método creado para iniciar la digestión de las muestras. • Titular el destilado obtenido con una solución estandarizada de ácido clorhídrico (0.05 N) hasta que la solución Tabla 1 vire de un color verde esmeralda a rojo. Perfil de temperatura para la digestión de semillas y granos crudos/ procesados de quinua • Registrar el volumen de gasto de la solución estandarizada. Etapa Temperatura Tiempo Cálculo Precalentamiento 480 °C - Reportar el contenido de proteína cruda como el contenido de nitrógeno multiplicado por un factor de conversión. Etapa 1 480 °C 10 min En este caso utilizar el factor de conversión de 6.25 Etapa 2 550 °C 10 min G N mPeq N Etapa 3 490 °C 65 min Nitrógeno (%) = * * 100 W * Etapa 4 50 °C 0 min Proteína (%) = % Nitrógeno * 6.25 Enfriamiento - 80 min Donde: Tabla 2 G = Gasto de solución estandarizada de HCl (mL) Perfil de temperatura para la digestión de almidón nativo de quinua N = Normalidad de la solución estandarizada de HCL (N) mPeq N = Peso miliequivalente de nitrógeno (g/mmol) Etapa Temperatura Tiempo W = Peso de la muestra (g) Precalentamiento 300 °C - Etapa 1 300 °C 100 min Ejemplo: Etapa 2 420 °C 65 min Muestra: Granos extruidos de quinua Etapa 3 50 °C 0 min G = 7.8 mL N = 0.05032 N Enfriamiento - 80 min mPeq N = 0.014007 g/mmol W= 0.2500 g • Finalizado el proceso de digestión, desconectar el sistema de neutralización de gases y retirar los tubos con las muestras digeridas. 22 23 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Nitrógeno (%) = 7.8 * 0.05032 * 0.014007 Anexo 0.2500 *100 Anexo 3. Diagrama de flujo para la determinación del contenido de proteína Proteína (%) = 2.20 * 6.25 Proteína (%) = 13.78 Observaciones Muestra molida La dilución del hidróxido de sodio genera una reacción exotérmica que genera vapores, por lo que se recomienda utilizar guantes resistentes al calor, para evitar quemaduras y trabajar en la campana extractora de gases. 1 PESADO 0.25 g de muestra 2.3.7. Referencias 1 g de catalizador K2SO4/CuSO4 5 mL de H SO AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed.). Arlington: 2 4 Association of Analytical Chemists. DIGESTIÓN BÜCHI. (2016). Manual de instrucciones. Unidad de destilación K-355. Flawil: Büchi Labortechnik AG. 2 BÜCHI. (2017). Manual de instrucciones. SpeedDigester K-439. Flawil: Büchi Labortechnik AG. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. 3 ENFRIADO D’Amico, S., Schoenlechner, R., Tömösköszi, S. y Langó, B. (2017). Proteins and amino acids of kernels. En C. M. Haros & R. Schoenlechner (Eds.), Pseudocereals: Chemistry and Technology (1st ed., pp. 94–118). Oxford, UK: John Wiley & Sons Ltd. 15 mL de agua destilada Rojas, W. y Pinto, M. (2015). Ex Situ conservation of quinoa: the Bolivian experience. In K. Murphy y J. Matanguiban 15-30 mL de hidróxido de sodio (30%) (Eds.), Quinoa: Improvement and Sustainable Production (pp. 125–160). New Jersey: John Wiley & Sons. 4 DESTILACIÓN POR ARRASTRE DE VAPOR Recepción del destilado en matraz de 250 mL 5 mL de H3BO3 (4 %) c/indicadores 5 TITULACIÓN HCl (0.05 N) 24 25 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 2.4. Estandarización de la solución de ácido clorhídrico Cálculo 2.4.1. Fundamento Determinar la corrección de la normalidad de acuerdo a la siguiente expresión La estandarización de soluciones se basa en la adición de una cantidad de estándar primario, que estequiométricamente sea equivalente a la sustancia objeto de la determinación, con la cual reacciona (Harvey, Normalidad (%) = W * 1000 1999). La corrección de la normalidad del ácido clorhídrico se realiza según el método 936.15f (AOAC, 1990) con G * Peq Na2CO3 ciertas modificaciones. El punto final de la titulación se produce cuando el indicador cambia a su color característico Donde: en medio básico debido a un pequeño exceso de iones OH- (Skoog, West, Holler, y Crouch, 2013). W = Peso de carbonato de sodio (g) 2.4.2. Reactivos, materiales y equipos G = Gasto del ácido clorhídrico en la titulación (mL) Reactivos: carbonato de sodio, etanol absoluto, rojo de metilo y ácido clorhídrico. Todos los reactivos y solventes Peq Na2CO3 = Peso equivalente del carbonato de sodio (g/mol) son de grado analítico de las marcas Merck® y J.T. Baker®. Materiales: pinzas y espátulas de acero, vasos de precipitado, matraces, bureta, pipetas y probetas graduadas, Ejemplo: fiolas, campana desecadora y gel de sílice. W = 0.0205 g Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UF 160), campana extractora de gases (Labconco, G = 7.6 mL Premier) y plancha de calentamiento (Thermo Scientific, SP131530). Peq Na2CO3 = 52.994 g/mol 2.4.3. Preparación de los reactivos Normalidad = 0.0205 * 1000 7.6 * 52.994 Carbonato de sodio anhidro Normalidad = 0.0509 Secar previamente el carbonato de sodio en una estufa por dos horas a 120 °C y enfriar en una campana desecadora antes de su uso. 2.4.5. Referencias Indicador rojo de metilo (0.2 %) AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed.). Arlington: Association of Analytical Chemists. Pesar 0.2 g de rojo de metilo en un vaso de precipitado de 250 mL y adicionar 80 mL de etanol absoluto. Agitar la Harvey, D. T. (1999). Modern Analytical Chemistry. New York: McGraw-Hill. muestra en un agitador magnético hasta disolver por completo el soluto, trasvasar a una fiola de 100 mL y enrasar Skoog, D. A., West, D. M., Holler, F. J. y Crouch, S. R. (2013). Fundamentals of Analytical Chemistry (9th ed.). Boston: con el mismo solvente. Cengage Learning. Solución de ácido clorhídrico (0.05 N) Medir 250 mL de agua destilada en una fiola de 500 mL, añadir lentamente 2.1 mL de ácido clorhídrico concentrado (ρ = 1.19 g/ml, 36.5 % p/p) por las paredes de la fiola y mezclar la solución. Finalmente, enrasar con agua destilada. 2.4.4. Procedimiento • Pesar 0.02 g de carbonato de sodio (con precisión de 0.1 mg) en un matraz de 125 mL. Registrar el peso de Na2CO3. • Agregar 30 mL de agua destilada, disolver el soluto y añadir 3 gotas de indicador rojo de metilo. • Enrasar la bureta con la solución preparada de ácido clorhídrico (0.05 N). • Titular la solución contenida en el matraz hasta que vire de color amarillo a color rojo. • Calentar la solución hasta punto de ebullición para remover el CO2 disuelto. La solución debe virar a color amarillo o anaranjado, porque se tiene una solución diluida sólo con HCO -3 • Dejar enfriar la solución y continuar con la titulación hasta que la solución vire a color rojo. • Registrar el volumen de gasto de la solución de HCl. 26 27 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 2.5. Análisis de grasa • Acercar el balón sobre la plancha de calentamiento y agregar 170 mL de éter de petróleo por la parte superior del sifón, lentamente, hasta que todo el solvente pase a través del sifón. Encender la plancha de calentamiento 2.5.1. Fundamento y programar la temperatura según reflujo del solvente. El término grasa comprende un amplio grupo de compuestos químicamente diversos que se caracterizan por ser • Realizar la extracción entre 6 horas a 8 horas por reflujo, a una velocidad de condensación de 5 a 6 gotas por segundo. solubles en solventes orgánicos, incluyéndose los triglicéridos, diglicéridos, monoglicéridos, fosfolípidos, esteroides, ácidos grasos libres, vitaminas liposolubles, carotenoides, clorofila, entre otros. La determinación del contenido de • Transcurrido el tiempo de extracción, retirar el cartucho del sifón, recuperar el éter del sifón, retirar el balón grasa se realiza según los métodos 920.39 y 922.06 (AOAC, 1990) con ciertas modificaciones, los cuales se basan en cuando no contenga solvente y prácticamente este se haya recuperado en el sifón. la extracción directa de la grasa con solventes lipofílicos (Aurand, Woods, y Wells, 1987). El contenido de grasa de la quinua es superior a los reportados en cereales y se encuentra en el rango de 4.0 % a 9.7 % (Rojas y Pinto, 2015), • Desecar el balón en la estufa a 100 °C durante 30 minutos y enfriar en campana desecadora. caracterizándose por su alto contenido de ácidos grasos insaturados compuestos principalmente por los ácidos • Registrar el peso del balón seco. linoleico y oleico (Wood, Lawson, Fairbanks, Robison y Andersen, 1993). Extracción en procesados de quinua y almidón nativo: Método 922.06 (AOAC, 1990) 2.5.2. Reactivos, materiales y equipos • Pesar 2.0 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un vaso de precipitado de 50 mL. Reactivos: éter de petróleo, etanol absoluto y ácido clorhídrico. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas Merck® y J.T. Baker®. • Añadir 2 mL de alcohol etílico (95 %) asegurándose de humedecer toda la superficie de la muestra, luego añadir 10 mL de la solución de ácido clorhídrico (25+11) y mezclar bien. Materiales: balones de fondo plano, vasos de precipitado, espátulas y pinzas de acero, lunas de reloj, probetas graduadas, cartuchos de celulosa, extractor Soxhlet, tubos de extracción Mojonnier, campana desecadora, gel de • Colocar la mezcla en un baño maría a 80 °C durante 40 minutos, luego enfriar a temperatura ambiente y añadir sílice, alcoholímetro y embudos. 10 mL de alcohol etílico (95 %). Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), plancha calefactora (Stuart, SB162-3), estufa (Memmert, UFE 500), • Transferir la mezcla a un tubo de extracción Mojonnier, añadir 50 mL de éter de petróleo y agitar vigorosamente molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), baño maría (Memmert, WNE 14) y recirculador para refrigeración (VWR, por 1 minuto. Dejar reposar el tubo durante 30 minutos y trasvasar la fase orgánica, previamente filtrado con un 1167P). cartucho de algodón, a un balón que debe estar seco y previamente pesado. 2.5.3. Muestreo • Repetir dos veces más la extracción de la mezcla remanente en el tubo con 30 mL de éter de petróleo y decantar. Luego, proceder a juntar la fase orgánica de todas las extracciones en un balón. Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico • Evaporar el solvente sobre la plancha de calentamiento y retirar el balón cuando no contenga más solvente. o biológico. Realizar este proceso en el extractor Soxhlet para recuperar el solvente. 2.5.4. Preparación de la muestra • Desecar el balón en la estufa a 100 °C durante 30 minutos, enfriar y pesar. Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de humedad y materia seca”. • Registrar el peso del balón seco. 2.5.5. Preparación de los reactivos Cálculo Solución etanólica (95 %) Reportar el peso del residuo seco del balón como el contenido de grasa: En una fiola de 500 mL añadir un volumen de 25 mL de agua y enrasar al volumen con etanol absoluto. Grasa (%) = Pf – Pb *100 Solución de ácido clorhídrico (25+11) W Medir 110 mL de agua destilada en un vaso de precipitado de 1000 mL con una probeta graduada y trasvasarlo a un Donde: vaso de precipitado de 1 L. En otra probeta graduada, medir 250 mL de ácido clorhídrico y añadir cuidadosamente al vaso de precipitado que contiene agua destilada. Mezclar y dejar que la solución se enfríe a temperatura ambiente. Pb = peso del balón vacío (g) Pf = peso del balón + grasa (g) 2.5.6. Procedimiento W = Peso de la muestra (g) Extracción en semillas y granos crudos: Método 920.39 (AOAC, 1990) Ejemplo: • Pesar 2.5 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un cartucho de celulosa. Muestra: Semillas de quinua • Introducir el cartucho dentro del extractor Soxhlet. Colocar el balón, que debe estar seco y previamente pesado, Pb = 113.7323 g al sifón y al condensador del extractor Soxhlet. Pf = 113.9062 g W = 2.5191 g 28 29 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Grasa (%) = 113.9062 – 113.7323 100 2.6. Análisis de fibra cruda 2.5191 * 2.6.1. Fundamento Grasa (%) = 6.90 El contenido de fibra cruda se determinó usando el método 962.09 (AOAC, 1990) con ciertas modificaciones. El término fibra cruda se define como la porción que se pierde en la incineración del residuo seco obtenido tras la digestión de Observaciones las muestras con H2SO4 (1.25 %) (p/v) y NaOH (1.25 %) (p/v) bajo condiciones específicas, donde la mayor parte del residuo está constituido por celulosa, hemicelulosa y lignina (Aurand, Woods y Wells, 1987). Este procedimiento permite No añadir agua directamente al ácido clorhídrico concentrado pues se genera una reacción exotérmica que recuperar del 50 % al 80 % del contenido total de celulosa, 10 % a 50 % del contenido total de lignina y 20 % del contenido puede provocar la proyección del ácido causando quemaduras. Usar equipos de protección personal durante la total de hemicelulosa (Spiller, 2001). En el caso de la quinua, el contenido de fibra cruda se encuentra en el rango de 3.46 preparación de la solución y medir el ácido dentro de una campaña extractora de gases. % a 9.68 % (Rojas y Pinto, 2015). 2.6.2. Reactivos, materiales y equipos 2.5.7. Referencias Reactivos: ácido sulfúrico, hidróxido de sodio, etanol absoluto y celite. Todos los reactivos y solventes son de grado AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed., Vol. 2). Arlington: analítico de las marcas Megazyme® y J.T. Baker®. Association of Analytical Chemists. Aurand, L. W., Woods, A. E., y Wells, M. R. (1987). Food Composition and Analysis. New York: Springer Science+Business Materiales: espátulas y pinzas de acero, pipetas graduadas, fiolas, vasos de precipitado, crisoles Gooch con Media. disco fritado (tamaño de poro: 40 µm - 60 µm), matraz Kitasato, campana desecadora, gel de sílice, embudos, CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. alcoholímetro, baguetas y condensador de bola. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), plancha calefactora (Thermo Scientific, SP131530), estufa (Memmert, Rojas, W. y Pinto, M. (2015). Ex Situ conservation of quinoa: the Bolivian experience. En K. Murphy, K. y J. Matanguiban, UFE 500), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), bomba de vacío (Büchi, V700) y recirculador para refrigeración (Eds.). Quinoa: Improvement and Sustainable Production (pp. 125–160). New Jersey: John Wiley & Sons. (VWR, 1167P). Wood, S. G., Lawson, L. D., Fairbanks, D. J., Robison, L. R. y Andersen, W. R. (1993). Seed lipid content and fatty acid 2.6.3. Muestreo composition of three quinoa cultivars. Journal of Food Composition and Analysis, 6(1), 41–44. doi: 10.1006/ jfca.1993.1005 Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 2.6.4. Preparación de la muestra Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de humedad y materia seca”. 2.6.5. Preparación de los reactivos Solución etanólica (95 %) En una fiola de 500 mL añadir un volumen de 25 mL de agua y enrasar al volumen con etanol absoluto. Solución de ácido sulfúrico (0.255 N) Medir 500 mL de agua destilada en una fiola de 1 000 mL, añadir cuidadosamente 7.1 mL de H2SO4 concentrado (ρ = 1.84 g/ml, 98 % p/p) y mezclar la solución. Enrasar con agua destilada. Solución de hidróxido de sodio (0.313 N) Pesar 12.52 g de hidróxido de sodio, agregar el contenido a una fiola de 1 000 mL que contiene un volumen de 400 mL de agua destilada, agitar vigorosamente hasta que se disuelva por completo el soluto y esperar que se enfrié. Enrasar con agua destilada 2.6.6. Procedimiento • Pesar 2.0 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) y desengrasar si el contenido de grasa es mayor al 1 %, de acuerdo al método de extracción 920.39 (AOAC, 1990). 30 31 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Transferir la muestra desengrasada a un vaso de precipitado de 600 mL, agregar 0.3 g de celite y 200 mL de 2.6.7. Referencias H2SO4 (0.255 N). Colocar los refrigerantes tipo bola en cada vaso de precipitado para la condensación de los vapores ácidos durante la ebullición. AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed., Vol. 2). Arlington: Association of Analytical Chemists. • Llevar la solución a ebullición durante 30 minutos en la plancha de calentamiento. Girar el vaso de precipitado Aurand, L. W., Woods, A. E. y Wells, M. R. (1987). Food Composition and Analysis. New York: Springer Science+Business cada 10 minutos para recuperar las partículas que se adhieran a las paredes. Media. • Retirar el vaso de precipitado de la plancha de calentamiento y filtrar a través de un crisol Gooch con la bomba CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. de vacío. Incinerar el crisol previamente a 525 °C durante 6 horas. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. • Lavar el residuo tres veces con 50 mL de agua destilada caliente y apagar la bomba de vacío. Rojas, W. y Pinto, M. (2015). Ex Situ conservation of quinoa: the Bolivian experience. En K. Murphy y J. Matanguiban (Eds.), Quinoa: Improvement and Sustainable Production (p. 235). New Jersey, USA: John Wiley & Sons Ltd. • Trasvasar el residuo al vaso de precipitado y agregar 200 mL de NaOH (0.313 N). Colocar los refrigerantes tipo Spiller, G. A. (2001). Handbook of dietary fiber in human nutrition (3rd ed.). Boca Raton: CRC Press. bola en cada vaso de precipitado para la condensación de los vapores del medio básico durante la ebullición. • Llevar la solución a ebullición durante 30 minutos en la plancha de calentamiento. Girar el vaso de precipitado cada 10 minutos para recuperar las partículas que se adhieran a las paredes. • Retirar el vaso de precipitado de la plancha de calentamiento y filtrar a través del mismo crisol Gooch utilizado anteriormente con la bomba de vacío. • Lavar el residuo con 25 mL de H2SO4 (0.255 N) caliente, luego, tres veces con 50 mL de agua destilada caliente y finalmente, lavar el residuo con 25 mL de solución etanólica (95 %). • Secar el crisol Gooch con el residuo de la digestión a 130 °C por 2 horas, enfriar en un desecador. Registrar el peso del crisol con el residuo seco. • Incinerar el crisol Gooch con el residuo seco a 525 °C durante 5 horas, enfriar en un desecador. Registrar el peso del crisol con el residuo incinerado. Cálculo Reportar la diferencia de peso entre el residuo seco y el residuo incinerado de las muestras digeridas como el contenido de fibra cruda: Fibra cruda (%) = Pe – Pm W *100 Donde: Pe = Peso del crisol con el residuo seco (g) Pm = Peso del crisol con el residuo incinerado (g) W = Peso de la muestra (g) Ejemplo: Muestra: Semillas de quinua Pe = 24.6827 g Pm = 24.6189 g W = 2.5000 g Fibra cruda (%) = 24.6827 - 24.6189 100 2.5000 * Fibra cruda (%) = 2.55 32 33 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Anexo 3. COMPUESTOS BIOACTIVOS Y CAPACIDAD Anexo 4. Diagrama de flujo para la determinación del contenido de fibra cruda ANTIOXIDANTE DE SEMILLAS Y PROCESADOS DE QUINUA Muestra desgrasada 0.3 g de celite 3.1 Análisis de compuestos fenólicos totales 200 mL de ácido sulfúrico (1.25 %) 3.1.1. Fundamento 1 HIDRÓLISIS ÁCIDA Ebullir por 30 min Los compuestos fenólicos constituyen una de las principales fuentes de metabolitos secundarios de los vegetales, donde desempeñan diversas funciones fisiológicas. Están compuestos por fenoles simples, ácidos fenólicos, derivados del ácido Crisol Gooch hidroxibenzoico y cinámico, flavonoides, cumarinas, estilbenos, taninos y lignanos, entre otros (Ho, Rafi y Ghai, 2008). La extracción de los compuestos fenólicos se realiza según el método propuesto por Hirose, Fujita, Ishii, y Ueno (2010) 2 FILTRACIÓN con ciertas modificaciones, mientras que la detección y cuantificación se realiza por método colorimétrico propuesto por Singleton y Rossi (1965). En este método, el ácido fosfomolibdotúngstico (formado por tungstato sódico y molibdato Agua destilada caliente sódico en medio ácido), de color amarillo, se reduce en medio alcalino por los grupos fenólicos dando lugar a la formación de un complejo de color azul intenso el cual se cuantifica a 760 nm (Naczk y Shahidi, 2004). 3 LAVADO 3.1.2. Reactivos, materiales y equipos Reactivos: ácido gálico anhidro, metanol, reactivo de Folin-Ciocalteu y carbonato de sodio. Todos los reactivos y 4 TRASVASADO solventes son de grado analítico de las marcas Merck® y J.T. Baker®. Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, fiolas, tubos de vidrio con tapa rosca, gradillas, micropipetas, 200 mL de hidróxido de sodio (1.25 %) puntas para micropipeta, baguetas y probetas graduadas. 5 HIDRÓLISIS ALCALINA Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), baño maría (Memmert, Ebullir por 30 min WNE14), agitador de tubos (Thermo Scientific M37610-33), cronómetro (Kenko, KK-5898) y espectrofotómetro Crisol Gooch UV-Vis (Thermo Scientific, Genesys 10S). 3.1.3. Muestreo 6 FILTRACIÓN Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ Ácido sulfúrico (1.25 %) caliente GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico Agua destilada caliente o biológico. Alcohol etílico (95 %) 3.1.4. Preparación de la muestra 7 LAVADO Semillas/granos crudos Ventear las semillas de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños, retirar de forma 8 SECADO manual los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, realizar la molienda de las semillas T= 130 °C por 2 horas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menor de 0.5 mm de diámetro. 9 PESADO Granos procesados (extruidos y cocidos) Moler los granos procesados en un molino ultracentrífugo a la velocidad de 18 000 r.p.m., hasta obtener tamaños 10 INCINERACIÓN de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. T= 525 °C por 5 horas 3.1.5. Preparación de los reactivos 11 PESADO Solución de metanol (2:1) 34 35 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Añadir en una probeta graduada de 500 mL un volumen de 200 mL de metanol, luego, añadir 100 mL de agua Cálculos destilada y mezclar con una bagueta. • Graficar la concentración de cada solución estándar versus los valores de absorbancia. Solución del reactivo Folin-Ciocalteu (1:4) • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Medir 20 mL del reactivo Folin-Ciocalteu (2 N) con una pipeta graduada y trasvasar a una fiola de 100 mL. Enrasar con agua destilada, homogeneizar y almacenar la solución en un frasco ámbar. Calcular la cantidad de compuestos fenólicos totales como equivalente mg de ácido gálico/g de muestras (mg GAE/g), u la ecuación de la curva estándar (r2=0.9998, y=0.018x+0.0152). Solución de carbonato de sodio (10 %) Compuestos Fenólicos [ A-b/ m] * V Pesar 10 g de carbonato de sodio, agregar el contenido a una fiola de 100 mL que contiene un volumen de 40 mL Totales (mg GAE/g) = W * 1000 de agua destilada, agitar vigorosamente hasta que se disuelva por completo la sal y enrasar con agua destilada. Donde: 3.1.6. Procedimiento A = Absorbancia de la muestra obtenidas después de la reacción a 760 nm Extracción b = Constante intercepción en eje Y de la curva de calibración • Pesar 200 mg de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un tubo cónico de plástico para centrífuga de 15 mL. m = Pendiente de la curva de calibraciónV = Volumen a diluir la muestra en la primera dilución (10 mL) • Agregar 5 mL de la solución de metanol (2:1) y agitar por 15 segundos en el agitador de tubos. W = Peso de la muestra (g) • Colocar los tubos con las muestras en el baño maría a 50 °C por 60 minutos. Durante este tiempo, agitar las muestras con el agitador de tubos cada 15 minutos. Ejemplo: • Retirar del baño maría los tubos con las muestras y dejar enfriar a temperatura ambiente. Muestra: Semillas de quinua A = 0.538 • Centrifugar los tubos con las muestras a 6 000 r.p.m., a 25 °C por 10 minutos. V = 10 mL W = 0.2000 • Filtrar el extracto con un filtro de membrana de 0.45 µm en una fiola de 10 mL y enrasar con la solución de m = 0.0180 metanol (2:1). b = 0.0152 Determinación Compuestos Fenólicos ([ 0.538 - 0.0152 / 0.018] * 10) T o t a l e s ( m g = G A E / g ) 0.2000 * 1000 • Extraer 1 mL del extracto obtenido y trasvasar a un tubo de vidrio de 13 mm x 100 mm. Compuestos Fenólicos = 1.45 • Agregar 3 mL de agua destilada y 1 mL de solución del reactivo de Folin-Ciocalteu (1:4).Agitar durante 15 segundos Totales (mg GAE/g) en el agitador de tubos Observaciones • Agregar 1 mL de solución de carbonato de sodio (10 %) y agitar durante 15 segundos en el agitador de tubos. Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. • Dejar en reposo los tubos en oscuridad por 60 minutos a temperatura ambiente. 3.1.7. Referencias • Medir las absorbancias de las muestras en las celdas de cuarzo a 760 nm en el espectrofotómetro. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Preparación de la curva estándar con ácido gálico Hirose, Y., Fujita, T., Ishii, T. y Ueno, N. (2010). Antioxidative properties and flavonoid composition of Chenopodium • Preparar una solución stock de ácido gálico 1 mg/mL. Pesar 10 mg de ácido gálico y llevar a un volumen final de quinoa seeds cultivated in Japan. Food Chemistry, 119(4), 1300–1306. doi: 10.1016/j.foodchem.2009.09.008 10 mL con solución de metanol (2:1). Ho, C. T., Rafi, M. M. y Ghai, G. (2007). Bioactive substances: nutraceuticals and toxicants. In Fennema’s Food Chemistry (pp. 763-794). CRC Press. • Preparar una solución intermedia de 0.1 mg/mL de ácido gálico extrayendo una alícuota de 1 mL de la solución INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. stock y llevar a un volumen final de 10 mL con solución de metanol (2:1). Naczk, M. y Shahidi, F. (2004). Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of Chromatography, 1054(1), 95– • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración, siendo las 111. doi: 10.1016/j.chroma.2004.08.059 concentraciones seleccionadas de 5, 10, 15, 20, 30 y 40 mg/L, extraer alícuotas de 0.25, 0.5, 0.75, 1.0, 1.5 y 2.0 Singleton, V. L. y Rossi, J. A. (1965). Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid mL de la solución intermedia y llevar a un volumen final de 5 mL con solución de metanol (2:1). reagents. American Journal of Enology and Viticulture, 16(3), 144–158. • Elaborar la curva de calibración, verificar que el rango de absorbancias se encuentre aproximadamente entre 0.1 y 0.8. 36 37 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 3.2. Análisis de flavonoides totales Solución de hidróxido de sodio (1 M) 3.2.1. Fundamento Pesar 4 g de hidróxido de sodio y agregar el contenido a una fiola de 100 mL que contiene un volumen de 40 mL de agua destilada. Agitar vigorosamente la solución hasta que se disuelva por completo el soluto y enrasar con agua Los flavonoides son compuestos fenólicos presentes en casi todos los tejidos vegetales. Sobre los 8 000 fenólicos destilada. identificados en plantas se identificaron al menos 5 000 flavonoides. Estos compuestos dependiendo de la posición del anillo β se clasifican como: flavonoides, isoflavonoides y neoflavonoides. En el caso de los flavonoides estos se 3.2.6. Procedimiento dividen según su grado de oxidación y saturación del anillo C en: flavanonas, flavonas, flavonoles, dehidroflavonoles, flavan-3-ol, flavan-4-ol, flavano-3,4-dioles (leucoantocianidinas) y antocianidinas (Santana-Gálvez y Jacobo- Extracción Velásquez, 2018). La detección y cuantificación de flavonoides totales se realizó usando el método colorimétrico • Pesar 200 mg de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un tubo cónico de plástico para centrífuga de 15 mL. propuesto por Dini, Tenore y Dini (2010) con ciertas modificaciones. Este método se basa en la formación de un complejo de los iones aluminio con los flavonoides que en medio alcalino presentan un color rojo intenso el cual se • Agregar 5 mL de la solución de metanol (2:1) y agitar por 15 segundos en el agitador de tubos. cuantifica a 510 nm (Pękal y Pyrzynska, 2014). • Colocar los tubos con las muestras en el baño maría a 50 °C por 60 minutos. Durante este tiempo, lagitar las 3.2.2. Reactivos, materiales y equipos muestras en el agitador de tubos cada 15 minutos. Reactivos: catequina, metanol, nitrito de sodio, cloruro de aluminio e hidróxido de sodio. Todos los reactivos y • Retirar del baño maría los tubos con las muestras y dejar enfriar a temperatura ambiente. solventes son de grado analítico de las marcas Merck® y J.T. Baker®. • Centrifugar los tubos con las muestras a 6 000 r.p.m., a 25 °C por 10 minutos. Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, fiolas, tubos de vidrio con tapa rosca, gradillas, micropipetas y puntas para micropipeta. • Filtrar el extracto con un filtro de membrana de 0.45 µm en una fiola de 10 mL y enrasar con la solución de metanol (2:1). Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), baño maría (Memmert, WNE14), agitador de tubos (Thermo Scientific M37610-33), cronómetro (Kenko, KK-5898) y espectrofotómetro Determinación UV-Vis (Thermo Scientific, Genesys 10S). • Extraer 0.5 mL del extracto obtenido y trasvasar a un tubo de vidrio de 13 mm x 100 mm. 3.2.3. Muestreo • Agregar 2 mL de agua destilada y 0.15 mL de solución de NaNO2 (5 %), agitar durante 15 segundos en el agitador Extraer una muestra representativa del lote a evaluar de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ de tubos y dejar en reposo durante 5 minutos a temperatura ambiente. GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico • Agregar 0.15 mL de solución de AlCl3 (5 %), agitar durante 15 segundos en el agitador de tubos y dejar en reposo o biológico. durante 6 minutos a temperatura ambiente. 3.2.4. Preparación de la muestra • Agregar 1 mL de solución de NaOH (1 N) y 1.2 mL de agua destilada y agitar durante 15 segundos en el agitador Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de compuestos fenólicos totales”. de tubos. 3.2.5. Preparación de los reactivos • Medir las absorbancias de las muestras en celdas de cuarzo a 510 nm en el espectrofotómetro UV-Vis. Solución de metanol (2:1) Preparación de la curva estándar con catequina Añadir en una probeta graduada de 500 mL un volumen de 200 mL de metanol, luego, añadir 100 mL de agua • Preparar una solución stock de catequina 1 mg/mL pesando 10 mg de catequina y llevar a un volumen final de destilada y mezclar con una bagueta. 10 mL con solución de metanol (2:1). Solución de nitrito de sodio (5 %) • Preparar una solución intermedia de 0.1 mg/mL de catequina, extraer una alícuota de 1 mL de la solución stock y llevar a un volumen final de 10 mL con solución de metanol (2:1). Pesar 5 g de nitrito de sodio y agregar el contenido a una fiola de 100 mL que contiene un volumen de 40 mL de agua destilada. Agitar vigorosamente la solución hasta que se disuelva por completo el soluto y enrasar con agua destilada. • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración siendo las concentraciones seleccionadas de 2, 5, 10, 20, 40 y 60 mg/L, extraer alícuotas de 0.1, 0.25, 0.5, 1.0, 2.0 y 3.0 mL Solución de cloruro de aluminio (10 %) de la solución intermedia y llevar a un volumen final de 5 mL con solución de metanol (2:1). Pesar 10 g de cloruro de aluminio en un vaso de precipitado de 250 mL en la campana extractora de gases (tener • Elaborar la curva de calibración, verificar que el rango de absorbancias se encuentre aproximadamente entre cuidado) y agregar lentamente 40 mL de agua destilada. Colocar el vaso de precipitado en un baño de agua helada 0 y 0.2 debido a que la reacción es altamente exotérmica. Una vez que la muestra esté fría y haya cesado la generación de vapores, trasvasar la solución a una fiola de 100 mL y enrasar con agua destilada. 38 39 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Cálculos 3.3. Capacidad antioxidante según ABTS • Graficar la concentración de cada solución estándar versus valores de absorbancia 3.3.1. Fundamento • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Actualmente diferentes métodos se proponen para medir la capacidad antioxidante de los alimentos. Los métodos describen la habilidad de moléculas de origen natural o sintético para intervenir en procesos redox que estabilicen • Calcular la cantidad de flavonoides totales como mg equivalente de catequina/g de muestra (mg CE/g), utilizar radicales libres (Floegel, Kim, Chung, Koo, y Chun, 2011). La cuantificación de la capacidad antioxidante con el radical la ecuación de la curva estándar (r2 = 0.9998, y= 0.0024x + 0.0001). ABTS ((2,2’- azinobis (3-etilbenzotiazolina-6-sulfonato)) serealiza según el método colorimétrico propuesto por Re, Pellegrini, Proteggenete, Pannala, Yang, y Rice-Evans (1999), con ciertas modificaciones. Este método se basa en la Flavonoides = ([ A-b/ m] * V ) formación del radical ABTS el cual se genera por oxidación con persulfato de potasio y su posterior reducción por t o t a l e s ( m g C E / g ) W * 1000 los antioxidantes presentes en la muestra, cuya reacción genera una decoloración debido a la estabilización del radical el cual se cuantifica a 734 nm (Domínguez, Ruiz, Pacheco, Villegas y González, 2018). Donde: 3.3.2. Reactivos, materiales y equipos A = Absorbancia de la muestra obtenida después de la reacción a 510 nm b = Constante intercepción en eje Y de la curva de calibración Reactivos: ABTS, metanol, etanol absoluto, persulfato de potasio y Trolox. Todos los reactivos y solventes son de m = Pendiente de la curva de calibración grado analítico de las marcas Sigma-Aldrich®, Merck® y J.T. Baker®. V = Volumen a diluir la muestra en la primera dilución (10 mL) Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, fiolas, tubos de vidrio con tapa rosca, gradillas, micropipetas W = Peso de la muestra (g) y puntas para micropipeta. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), baño maría (Memmert, Ejemplo: WNE14), agitador de tubos (Thermo Scientific M37610-33), cronómetro (Kenko, KK-5898), y espectrofotómetro Muestra: Semillas de quinua UV-Vis (Thermo Scientific, Genesys 10S). A = 0.049 3.3.3. Muestreo V = 10 mL W = 0.2000 Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 m = 0.0024 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. b = 0.0001 Flavonoides ([ 0.049-0.0001/ 0.0024] * 10) 3.3.4. Preparación de la muestra T o t a l e s ( m g CE/g) = 0.2000 * 1000 Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de compuestos fenólicos totales”. Flavonoides = 1.02 3.3.5. Preparación de los reactivos Totales (mg CE/g) Observaciones Solución de metanol (2:1) Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. Añadir en una probeta graduada de 500 mL, un volumen de 200 mL de metanol, luego, añadir 100 ml de agua destilada y mezclar con una bagueta. 3.2.7. Referencias Solución de ABTS CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Pesar 19.2 mg de ABTS y 3.3. mg de persulfato de potasio en un frasco ámbar, agregar 10 mL de agua destilada y agitar la Dini, I., Tenore, G. C. y Dini, A. (2010). Antioxidant compound contents and antioxidant activity before and after cooking solución hasta disolver los solutos. Incubar en la oscuridad entre 12 a 16 horas a temperatura ambiente para que se genere in sweet and bitter Chenopodium quinoa seeds. LWT - Food Science and Technology, 43(3), 447–451. doi: el radical cromóforo ABTS. Posterior a la incubación, extraer 1 mL de la solución stock de ABTS y añadir 50 mL de etanol 10.1016/j.lwt.2009.09.010 absoluto. Finalmente, ajustar la absorbancia de la solución diluida de ABTS a un valor de 0.7 ± 0.02 a la longitud de onda de INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. 734 nm con la adición de solvente, antes de su uso. Pękal, A. y Pyrzynska, K. (2014). Evaluation of aluminium complexation reaction for flavonoid content assay. Food 3.3.6. Procedimiento Analytical Methods, 7(9), 1776–1782. doi: 10.1007/s12161-014-9814-x Santana-Gálvez, J. y Jacobo-Velazquez, D. A. (2018). Classification of Phenolic Compounds. En L. M. L. Nollet y J. A. Extracción Gutierrez (Eds.), Phenolic Compounds in Food: Characterization and Analysis (pp. 3–20). Boca Raton: CRC Press. • Pesar 200 mg de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un tubo cónico de plástico para centrífuga de 15 mL. • Agregar 5 mL de la solución de metanol (2:1) y agitar por 15 segundos en el agitador de tubos. 40 41 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Capacidad antioxidante [ΔA-b/m] * V * Fd • Colocar los tubos con las muestras en el baño maría a 50 °C por 60 minutos. Durante este lapso, agitar las ( μ m o l T E = W PM * 100AC /100g) * muestras en el agitador de tubos cada 15 minutos. Donde: • Retirar del baño maría los tubos con las muestras y dejar enfriar a temperatura ambiente. ΔA = Variación de la absorbancia de la solución obtenida después de la reacción a 734 nm • Centrifugar los tubos con las muestras a 6 000 r.p.m., a 25 °C por 10 minutos. b = Constante intercepción en eje Y de la curva de calibración m = Pendiente de la curva de calibración • Filtrar el extracto con un filtro de membrana de 0.45 µm en una fiola de 10 mL y enrasar con la solución de V = Volumen de enrase del extracto (10 mL) metanol (2:1). Fd = Factor de dilución del extracto Determinación W = Peso de la muestra (g) PM = Peso molecular del Trolox (g/mol) • Extraer 0.3 mL del extracto obtenido y trasvasar a un tubo de vidrio de 13 mm x 100 mm. • Adicionalmente, colocar 0.3 mL de solución de metanol:agua (2:1) en otro tubo de vidrio para corregir la Ejemplo: absorción del solvente. Muestra: Semillas de quinua • Agregar 3 mL de la solución de ABTS a cada tubo, agitar durante 15 segundos en el agitador de tubos y dejar en Ad = 0.630 reposo durante 7 minutos a temperatura ambiente. Am = 0.260 V = 10 mL • Medir la absorbancia de las muestras en celdas de cuarzo a 734 nm en el espectrofotómetro UV-Vis. W = 0.2000 m = 0.0105 Preparación de la curva estándar con Trolox b = 0.0042 • Preparar una solución stock de Trolox 1 mg/mL. Pesar 10 mg de trolox y llevar a un volumen final de 10 mL con Fd = 2 solución de metanol (2:1). PM = 250.29 g/mol ∆A = 0.630 - 0.260 = 0.370 • Preparar una solución intermedia de 0.2 mg/mL de Trolox. Extraer una alícuota de 2 mL de la solución stock y llevar a un volumen final de 10 mL con solución de metanol (2:1). Capacidad antioxidante = ([ 0.370 - 0.0042/ 0.0105] * 10 * 2 ) ( μ m o l T E A C / 1 0 0 g ) 0.2000 * 250.29 * 100 • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración siendo las concentraciones seleccionadas de 5, 10, 15, 20, 30 y 40 mg/L, extraer alícuotas de 0.125, 0.25, 0.375, 0.5, 0.75 y Capacidad antioxidante = 1 391.91 1.0 mL de la solución intermedia y enrazar a un volumen final de 5 mL con solución de metanol (2:1). (μmol TEAC /100g) • Elaborar la curva de calibración, verificando que el rango de absorbancias sea mayor a 0.1. Observaciones Cálculo Si los valores de absorbancia de la muestra son menores a 0.1 realizar la dilución del extracto antes de la reacción • Graficar la concentración de cada solución estándar versus valores de absorbancia. con la solución diluida de ABTS. • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. • Calcular la variación de la absorbancia debido al efecto del extracto antioxidante. 3.3.7. Referencias ∆A = A - A CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO.d m Donde: Domínguez, J. A., Ruiz, J., Pacheco, R., Villegas, M. A. y González, G. A. (2018). Antioxidant Power. En L. M. L. Nollet y J. A. Gutierrez (Eds.), Phenolic Compounds in Food: Characterization and Analysis (pp. 261–287). Boca Raton: CRC Press. ΔA = Variación de la absorbancia de la solución de ABTS después de la reacción a 734 nm Floegel, A., Kim, D. O., Chung, S. J., Koo, S. I. y Chun, O. K. (2011). Comparison of ABTS/DPPH assays to measure A = Absorbancia de la solución de ABTS con el solvente a 734 nm antioxidant capacity in popular antioxidant-rich US foods. Journal of Food Composition and Analysis, 24(7), d 1043–1048. doi: 10.1016/j.jfca.2011.01.008 Am = Absorbancia de la solución ABTS después de la reacción a 734 nm NACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. • Calcular la capacidad antioxidante como mmol equivalente de trolox/g de muestras (mmol TEAC/g), utilizar la Re, R., Pellegrini, N., Proteggenete, A., Pannala, A., Yang, M. y Rice-Evans, C. (1999). Antioxidant activity applying an ecuación de la curva estándar (r2=0.9991, y=0.0105x+0.0042). improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Biology and Medicine, 26(9), 1231–1237. doi: 10.1016/S0891-5849(98)00315-3 42 43 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 3.4. Capacidad antioxidante según DPPH • Centrifugar los tubos con las muestras a 6 000 r.p.m., a 25 °C por 10 minutos. 3.4.1. Fundamento • Filtrar el extracto con un filtro de membrana de 0.45 µm en una fiola de 10 mL y enrasar con la solución de metanol (2:1). La cuantificación de la capacidad antioxidante con el radical DPPH se realiza según el método colorimétrico propuesto por Brand-Williams, Cuvelier, y Berset (1995) con ciertas modificaciones. Este método se basa en la Determinación reducción del radical DPPH por efecto de los antioxidantes presentes en la muestra, cuya reacción genera una decoloración debido a la estabilización del radical que se cuantifica a 517 nm (Domínguez, Ruiz, Pacheco, Villegas • Extraer 0.3 mL del extracto obtenido y trasvasar a un tubo de vidrio de 13 mm x 100 mm. y González, 2018). • Adicionalmente, colocar 0.3 mL de solución de metanol:agua (2:1) en otro tubo de vidrio para corregir la 3.4.2. Reactivos, materiales y equipos absorción del solvente. Reactivos: DPPH, metanol y Trolox. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas Sigma- • Agregar 2.7 mL de la solución de DPPH a cada tubo, agitar durante 15 segundos en el agitador de tubos y dejar Aldrich®, Merck® y J.T. Baker®. en reposo durante 30 minutos a temperatura ambiente. Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, fiolas, tubos de vidrio con tapa rosca, gradillas, micropipetas • Medir las absorbancias de las muestras en celdas de cuarzo a 517 nm en el espectrofotómetro UV-Vis. y puntas para micropipeta. Preparación de la curva estándar con Trolox Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), baño maría (Memmert, • Preparar una solución stock de Trolox 1 mg/mL. Pesar 10 mg de Trolox y llevar a un volumen final de 10 mL con WNE14), agitador de tubos (Thermo Scientific M37610-33), cronómetro (Kenko, KK-5898) y espectrofotómetro solución de metanol (2:1). UV-Vis (Thermo Scientific, Genesys 10S). • Preparar una solución intermedia de 0.2 mg/mL de Trolox. Extraer una alícuota de 2 mL de la solución stock y 3.4.3. Muestreo llevar a un volumen final de 10 mL con solución de metanol (2:1). Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración siendo las GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico concentraciones seleccionadas de 5, 10, 15, 20, 30 y 40 mg/L, extraer alícuotas de 0.125, 0.25, 0.375, 0.5, 0.75 y o biológico. 1.0 mL de la solución intermedia y llevar a un volumen final de 5 mL con solución de metanol (2:1). 3.4.4. Preparación de la muestra • Elaborar la curva de calibración, verificar que el rango de absorbancias sea mayor a 0.1. Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de compuestos fenólicos totales”. Cálculo 3.4.5. Preparación de reactivos • Graficar la concentración de cada solución estándar versus valores de absorbancia Solución de metanol (2:1) • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Añadir en una probeta graduada de 500 mL un volumen de 200 mL de metanol, luego, añadir 100 ml de agua • Calcular la variación de la absorbancia debido al efecto del extracto antioxidante. destilada y mezclar con una bagueta. ∆A = Ad - ASolución de DPPH m Donde: Pesar 13.8 mg de DPPH en un frasco ámbar y agregar 500 mL de metanol. Agitar la solución hasta disolver completamente el radical DPPH. Finalmente, ajustar la absorbancia de la solución diluida de DPPH añadiendo más ΔA = Variación de la absorbancia de la solución de DPPH después de la reacción a 517 nm solvente a un valor de 0.7 ± 0.02 a 517 nm antes de su uso. Ad = Absorbancia inicial de la solución de DPPH con el solvente a 517 nm Am = Absorbancia de la solución DPPH después de la reacción a 517 nm3.4.6. Procedimiento Extracción • Calcular la capacidad antioxidante como mmol equivalente de trolox/g de muestra (mmol TEAC/g), usar la 2 • Pesar 200 mg de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un tubo cónico de plástico para centrífuga de 15 mL. ecuación de la curva estándar (r =0.9991, y=0.0093x+0.0028). • Agregar 5 mL de la solución de metanol (2:1) y agitar por 15 segundos en el agitador de tubos. Capacidad antioxidante [ΔA - b / m ] * V ( μ m o l T E A C / g ) = W PM * 100 • Colocar los tubos con las muestras en el baño maría a 50 °C por 60 minutos. Durante este lapso, agitar las * muestras en el agitador de tubos, cada 15 minutos. • Retirar del baño maría los tubos con las muestras y dejar enfriar a temperatura ambiente. 44 45 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Donde: 4. SAPONINAS EN SEMILLAS/ GRANOS DE QUINUA ΔA = Variación de la absorbancia de la solución de DPPH después de la reacción a 517 nm b = Constante del intercepto en eje Y de la curva de calibración m = Pendiente de la curva de calibración 4.1 Análisis de saponinas por el método afrosimétrico V = Volumen de enrase del extracto (10 mL) 4.1.1. Fundamento W = Peso de la muestra (g) PM = Peso molecular del trolox (g/mol) Las saponinas son compuestos ampliamente distribuidos en el reino vegetal y su denominación se relaciona con la capacidad para formar espumas estables similares al jabón en soluciones acuosas (Sparg, Light, y Van Staden, 2004). Químicamente, las saponinas son glicósidos formados por una aglicona policíclica (triterpénica o esteroidal), Ejemplo: unidos a una cadena lateral de azúcares (Troisi et al., 2014). El método afrosimétrico constituye un método rápido Muestra: Semillas de quinua y sencillo para realizar el análisis del contenido de saponinas y se basa en la propiedad de la saponina de formar A = 0.638 espumas estables en agua (Koziol, 1991).d Am = 0.281 4.1.2. Materiales y equipos V = 10 mL W = 0.2000 Materiales: tubos de ensayo 160 mm x 16 mm con tapa rosca, probetas graduadas, regla métrica, gradillas, m = 0.0093 espátulas de acero y tamices. b = -0.0028 PM = 250.29 g/mol Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), balanza de precisión (Sartorius, TE6101), tamizador vibratorio (Retsch AS 200) y cronómetro (Kenko, KK-5898). ∆A = 0.638 - 0.281 = 0.357 4.1.3. Muestreo Capacidad antioxidante = [ 0.357 - 0.0028 / 0.0093] * 10(μmo 100 l T E A C / g ) 0.2000 * 250.29 * Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico Capacidad antioxidante = 760.84 o biológico. (mmol TEAC/g) 4.1.4. Preparación de la muestra Observaciones Ventear las semillas/granos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños. Si los valores de absorbancia de la muestra son menores a 0.1 realizar la dilución del extracto antes de la reacción Retirar de forma manual los granos defectuosos, tales como semillas/granos quebrados, granos recubiertos (con con la solución diluida de DPPH. perigonio) y otros defectos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. 4.1.5. Procedimiento • Pesar 25 g de semillas/granos de quinua y colocar en el tamizador vibratorio que contiene la serie de tamices N° 3.4.7. Referencias 10, 12 y 14 ASTM. Brand-Williams, W., Cuvelier, M. E. y Berset, C. (1995). Use of a free radical method to evaluate antioxidant activity. • Tamizar la muestra durante 5 minutos con un valor de amplitud del 50 % y seleccionar las semillas/granos de LWT - Food Science and Technology, 28(1), 25–30. doi: 10.1016/S0023-6438(95)80008-5 quinua retenidas en el tamiz N° 12 ASTM para el análisis. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. • Pesar 0.50 g de semillas/granos de quinua seleccionada (con precisión de 20 mg) en un tubo de ensayo, añadir 5 Domínguez, J. A., Ruiz, J., Pacheco, R., Villegas, M. A. y González, G. A. (2018). Antioxidant Power. En Nollet, L y J. A. mL de agua destilada y tapar el tubo. Gutierrez (Eds.), Phenolic Compounds in Food: Characterization and Analysis (pp. 261–287). Boca Raton: CRC Press. • Poner en marcha el cronómetro y sacudir vigorosamente el tubo durante 30 segundos. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. • Dejar el tubo en reposo durante 30 minutos, luego volver a sacudir otra vez durante 30 segundos. • Dejar el tubo en reposo durante 30 minutos adicionales, luego volver a sacudir otra vez durante 30 segundos. • Dejar el tubo en reposo 5 minutos, medir la altura de la espuma con aproximación a 0.1 cm. 46 47 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Cálculo 4.2. Análisis de saponinas por el método espectrofotométrico UV- Vis Aplicar la siguiente ecuación para calcular el contenido de saponina de las semillas/granos de quinua, expresar en 4.2.1. Fundamento porcentaje. La detección y cuantificación de saponinas totales de semillas y granos de quinua se realizan según el método colorimétrico Saponina (%) = (0.64 * h) - 0.104 de vainillina – ácido sulfúrico propuesto por Hiai, Oura, Hamanaka y Odaka (1975) para saponinas de núcleo esteroidal. W * 10 Las saponinas reaccionan con vainillina en medio ácido sulfúrico y generan una coloración entre rojo oscuro – púrpura y pardo (este último por la reacción del ácido sulfúrico con los azúcares del extracto) que se cuantifican a 531 nm. Donde: 4.2.2. Reactivos, materiales y equipos h = Altura de la espuma (cm) Reactivos: ácido oleanólico, etanol absoluto, ácido sulfúrico y vainillina. Todos los reactivos y solventes son de W = Peso de la muestra (g) grado analítico de las marcas Sigma-Aldrich® y J.T. Baker®. Ejemplo: Materiales: espátulas de acero, tubos cónicos para centrífuga, gradillas, micropipetas, puntas para micropipeta y probetas graduadas. Muestra: Semillas de quinua Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), baño de ultrasonido (Branson, 3510), baño maría (Memmert, WNE14), h = 2.8 cm centrífuga (Eppendorf, 5430R), molino ultracentrífugo (Retsch, ZM 200), agitador de tubos (Thermo Scientific, M37610-33) y espectrofotómetro UV-Vis (Thermo Scientific, Genesys10S). W = 0.5014 g 4.2.3. Muestreo Saponina (%) = (0.64 * 2.8) - 0.104 0.5014 * 10 Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ Saponina (%) = 0.34 GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 4.1.6. Referencias 4.2.4. Preparación de la muestra CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Ventear las semillas/granos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños y luego INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. retirar manualmente los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, moler las semillas Koziol, M. J. (1991). Afrosimetric estimation of threshold saponin concentration for bitterness in quinoa (Chenopodium en un molino ultracentrífugo a la velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menores a 0.5 mm de diámetro. quinoa Willd). Journal of the Science of Food and Agriculture, 54(2), 211–219. doi: 10.1002/jsfa.2740540206 4.2.5. Preparación de reactivos Sparg, S. G., Light, M. E. y Van Staden, J. (2004). Biological activities and distribution of plant saponins. Journal of Ethnopharmacology, 94(2), 219–243. doi: 10.1016/j.jep.2004.05.016 Solución etanólica (90 %) Troisi, J., Di Fiore, R., Pulvento, C., D’Andria, R., Vega-Gálvez, A., Miranda, M., … Lavini, A. (2014). Saponinas. En D. Bazile, Añadir en una fiola de 500 mL un volumen de 50 mL de agua y enrasar al volumen con etanol absoluto. D. Bertero, y C. Nieto (Eds.), Estado del arte de la quinua en el mundo en 2013 (pp. 317–330). Montpellier: FAO-CIRAD. Solución de vainillina (8 %) Pesar 800 mg de vainillina y disolver en una fiola de 10 mL con etanol absoluto. Proteger la solución de la luz y utilizar el día que se prepara. Solución de ácido sulfúrico etanólico (70 %) Medir 30 mL de etanol absoluto en un vaso precipitado, colocar el vaso en baño de hielo, agregar lentamente por las paredes del recipiente 70 mL de ácido sulfúrico concentrado, agitando suavemente. 4.2.6. Procedimiento • Pesar 100 mg de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en una fiola de 5 mL. • Enrasar a 5 mL con solución etanólica de 90 % y agitar por 15 segundos en el agitador. • Colocar las fiolas con muestra en el baño de ultrasonido por 60 minutos a 40 °C. Durante ese lapso, agitar las muestras cada 20 minutos, al término, trasvasar el extracto a tubos de centrifuga. 48 49 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Centrifugar los tubos con las muestras a 6 000 r.p.m., a 25 °C por 10 minutos. Saponinas = ([ 0.714 + 0.0117/ 0.0015] *5) T o t a l e s ( m g A O E / g ) 0.1006 * 1000 • Extraer 0.15 mL de extracto obtenido y trasvasar a un tubo de ensayo. Saponinas = 24.05 • Agregar 0.15 mL de vainillina (8 %) y 1.50 mL de ácido sulfúrico (70 %) y agitar en el vórtex. Totales (mg AOE/g) • Colocar los tubos con los extractos en el baño maría a 60 °C por 10 minutos. Observaciones • Retirar los tubos del baño maría y colocarlos en un recipiente con agua a temperatura ambiente para enfriar. Obtener absorbancias de las muestras dentro del rango de linealidad del método espectrofotométrico, requiriendo en algunos casos realizar una nueva dilución, considerar en la fórmula del cálculo del contenido de saponinas • Con cuidado, colocar las muestras en las celdas de cuarzo y leer la absorbancia a 531 nm en el espectrofotómetro totales. UV-Vis. Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. Preparación de la curva estándar con ácido oleanólico • Preparar una solución stock de 1 mg/mL de ácido oleanólico. Pesar 5 mg de ácido oleanólico y disolver en 5 mL 4.2.7. Referencias de solución etanólica (90 %). CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración, siendo las concentraciones seleccionadas 50, 100, 150, 200, 300, 350, 400 y 500 mg/L, extraer alícuotas de 0.05, 0.10, Hiai, S., Oura, H., Hamanaka, H. y Odaka, Y. (1975). A color reaction of panaxadiol with vainillin and sulfuric acid. Planta 0.15, 0.20, 0.30, 0.35, 0.40 y 0.50 mL de la solución stock y se enrazan a un volumen final de 1 mL con solución Medica, 28(6), 131–138. doi: 10.1055/s-0028-1097841 etanólica (90 %). INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. • Elaborar la curva de calibración y verificar que el rango de absorbancias se encuentren aproximadamente entre 0.072 y 0.740. Cálculos • Graficar la concentración de cada solución estándar versus valores de absorbancia • Interpolar en la curva de calibración, el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. • Calcular la cantidad de saponinas como ácido oleanólico expresado como mg equivalentes de ácido oleanólico/g de muestra (mg AOE/g), usar la ecuación de la curva estándar (r2=0.999, y=0.0015x+0.0117). Saponinas (mg AOE/100g) = ([ A - b/ m] * V ) W * 1000 Donde: A = Absorbancia de la muestra obtenida después de la reacción a 531 nm b = Constante intercepción en eje Y de la curva de calibración m = Pendiente de la curva de calibración V = Volumen a diluir la muestra (5 mL) W = Peso de la muestra (g) Ejemplo: Muestra: Semillas de quinua A = 0.714 V = 5 mL W = 0.1006 g m = 0.0015 b = -0.0117 50 51 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 4.3. Análisis de saponinas según el método de cromatografía de capa delgada (TLC) Sistema de solvente N° 2: Cloroformo - Acetato de etilo - Metanol (4: 3: 0.4) 4.3.1. Fundamento Preparar 22.2 mL del sistema de solvente N° 2, para lo cual, mezclar 1.2 mL de metanol con 9.0 mL de acetato de etilo y agregar lentamente 12.0 mL de cloroformo, agitar la mezcla hasta obtener una solución sin la presencia de La cromatografía en capa delgada (TLC) es una técnica cualitativa utilizada en la identificación de metabolitos burbujas o dos fases inmiscibles. primarios y segundarios a través de reacciones específicas sobre determinados grupos químicos de la molécula de interés. El método revela la presencia de estos metabolitos a través de reacciones con vainilla en medio ácido Solución reveladora de vainillina (1 %) sulfúrico. El procedimiento de extracción se realiza según Chen, Liang, Liu, Wei, Tan, y Zhu (2017), la resolución de los componentes en los extractos se realiza según sistemas propuestos en Wagner, Bauer, Melchart, Xiao, y Pesar 100 mg de vainillina y disolver en 10 mL de metanol. Proteger de la luz y usar el día que se prepara. Staudinger (2011), para estos metabolitos, y su revelado según Hiai, Hamanaka y Odaka (1975). 4.3.6. Procedimiento 4.3.2. Reactivos, materiales y equipos • Pesar 0.1 g de muestra en un tubo de plástico de 15 mL y agregar 5 mL de solución etanólica (90 %). Reactivos: cloroformo, ácido acético glacial, acetato de etilo, ácido oleanólico, etanol absoluto, ácido sulfúrico, • Colocar las muestras en baño de ultrasonido por 60 minutos a la temperatura de 40 °C. vainillina y metanol. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas Sigma-Aldrich® y J.T. Baker®. • Agitar las muestras con un vortex cada 20 minutos. Materiales: espátulas de acero, tubos de ensayo, fiolas, tubos cónicos para centrífuga, pipetas graduadas, microtubos con tapa, vasos de precipitado, probetas, baguetas, micropipetas, cámara cromatográfica y hojas de • Luego del tiempo de extracción, centrifugar por 10 minutos a 7 800 r.p.m. aluminio TLC SÍlica gel. • Analizar el extracto obtenido directamente si se desea analizar saponinas glicosiladas, o proceder por un paso adicional de Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UF 160), centrífuga (Eppendorf, 5430 R), baño de hidrólisis ácida para el análisis de sapogeninas. ultrasonido (Branson, 3510), agitador de tubos (Thermo Scientific, M37610-33), baño maría (Memmert, WNB 14) y rotavapor (Büchi, RII). • Para hidrolizar los extractos de saponinas glicosiladas, trasvasar 1.5 mL de extracto y agregar 1.0 mL de ácido sulfúrico etanólico (5 %). 4.3.3. Muestreo • Llevar la mezcla a baño maría a 70 °C por 2 horas. Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico • Evaporar a sequedad el extracto hidrolizado empleando un rotavapor a 60 °C por 10 minutos a una presión de o biológico. 80 mbar. 4.3.4. Preparación de la muestra • Reconstituir con 0.5 mL de cloroformo. Ventear las semillas/granos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños y luego Preparación estándar de ácido oleanólico (0.01 mg/mL) retirar de forma manual los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, moler las • Preparar una solución stock de 0.1 mg/mL. Para ello, pesar 1 mg de ácido oleanólico en un tubo de vidrio de 15 semillas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menor de 0.5 mm de mL y agregar 10 mL de cloroformo. diámetro. • Trasvasar 0.5 mL de solución stock y agregar 4.5 mL de cloroformo. Rotular y proteger de la luz. 4.3.5. Preparación de los reactivos Desarrollo de cromatografía en capa delgada Solución etanólica (90 %) • Acondicionar la cámara cromatográfica colocando suficiente solvente como para alcanzar una altura de 0.5 cm Añadir en una fiola de 500 mL, un volumen de 50 mL de agua y enrasar al volumen con etanol absoluto. desde la base de la cámara y dejar reposar por 30 minutos. Solución de ácido sulfúrico etanólico (5 %) • Introducir la placa cromatográfica sin sembrar y esperar a que el frente de solvente ascienda hasta el extremo Para obtener 100 mL de solución de ácido sulfúrico etanólico (5 %), medir 95 mL de etanol absoluto y agregar superior. lentamente 5 mL de ácido sulfúrico concentrado, agitar suavemente hasta homogenizar la mezcla. • Retirar la placa y secarla con ayuda de una secadora de cabello. Sistema de solvente N° 1: Cloroformo - Ácido acético - Metanol - Agua destilada (64: 32: 12: 8) • Acondicionar la cámara cromatográfica y la placa cromatográfica, luego, proseguir con el sembrado de muestras. Preparar 23.3 mL del sistema de solvente N° 1, para lo cual, mezclar 1.6 mL de agua destilada con 2.4 mL de metanol • Empleando un capilar de vidrio de 10 µL, sembrar las muestras en puntos marcados a una distancia de 1 cm y luego, agregar lentamente 6.4 mL de ácido acético glacial. Luego de mezclar completamente los solventes polares, desde el extremo inferior de la placa cromatográfica. Sembrar al menos un blanco y dos estándares (al inicio y al agregar lentamente 12.8 mL de cloroformo y agitar hasta obtener una solución sin presencia de burbujas o dos fases final de la placa). inmiscibles. 52 53 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Luego de sembrar y secar la placa, introducirla dentro de la cámara cromatográfica y permitir el avance del frente Anexo de solvente hasta 1 cm antes de llegar al extremo superior de la placa. Anexo 5. Cromatogramas de capa delgada de saponinas de quinua revelados con vainillina – ácido sulfúrico. • Retirar la placa con cuidado, empleando pinzas para evitar deteriorar la sílica. Secar completamente con ayuda de la secadora de cabello. • Observar la exposición de la placa a luz ultravioleta de 254 nm y 365 nm en una cámara oscura para identificar posibles manchas a nivel del estándar. • Aplicar, con ayuda de un aspersor, la solución reveladora de vainillina (1 %) en toda la placa. Luego, aplicar ácido sulfúrico etanólico (5 %) y secar la placa con ayuda de la secadora de cabello. • Colocar la placa cromatográfica en una plancha de calentamiento a 105 °C por aproximadamente 5 minutos. Anotar las observaciones. Cálculo • El factor de retardo (RF) es el cociente entre la distancia recorrida por el centro de la mancha y la distancia recorrida simultáneamente por la fase móvil. La presencia de un RF en la muestra similar al RF del estándar, indica la posible presencia del compuesto analizado. Std S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 Std S9 S10 RF = (a) distancia que recorre la muestra desde el punto de aplicación(b) distancia que recorre el disolvente hasta el frente del eluyente Cromatografía en capa delgada de extractos etanólicos no hidrolizados de semillas de quinua (S1- S10) y ácido oleanólico (Std) según sistema cloroformo-ácido acético-metanol-agua (64:32:12:8). • La técnica de cromatografía en capa delgada es una técnica cualitativa utilizada en la identificación presuntiva de grupos químicos. 4.3.7. Referencias Chen, X., Liang, L. S., Liu, Q. Z., Wei, H. R., Tan, Y. y Zhu, D. Z. (2017). Extraction optimization of oleanolic and ursolic acids from blueberry (Vaccinium corymbosum L.) fruit. Acta Horticulturae, 1180, 71–76. doi: 10.17660/ ActaHortic.2017.1180.10 CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Hiai, S., Oura, H., Hamanaka, H. y Odaka, Y. (1975). A color reaction for panaxadiol with vainillin and sulfuric acid. Planta Medica, 28(6), 131–138. doi: 10.1055/s-0028-1097841 INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Wagner, H., Bauer, R., Melchart, D., Xiao, P.-G. y Staudinger, A. (2011). Chromatographic fingerprint analysis of herbal medicines. doi: 10.1007/978-3-7091-0763-8. Std S1 S2 S3 S4 S5 S6 S7 S8 Std S9 S10 Cromatografía en capa delgada de extractos etanólicos hidrolizados de semillas de quinua (S1-S10) y ácido oleanólico (Std) según sistema cloroformo-acetato de etilo-metanol (4:3:0.4). 54 55 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 5. ALMIDÓN DE QUINUA 5.1.6. Procedimiento • Pesar 100 g de muestra molida (con precisión de 0.1 g) y transferir la muestra a un recipiente plástico de 4 L. 5.1. Extracción del almidón • Agregar 600 mL de NaOH (0.25 %), mezclar con ayuda de una bagueta y agitar a 1 000 r.p.m. por 30 minutos en el agitador magnético, para dispersar la muestra. 5.1.1. Fundamento • Dejar en reposo la muestra por 24 horas a 4 °C. El almidón es la molécula de reserva predominante en las plantas, y representa entre los 70 % y 80 % de las calorías consumidas por la humanidad, constituyéndose como el principal carbohidrato digerible en la dieta humana (BeMiller y • Tamizar la mezcla en los tamices N° 100, 270 y 325 mesh, enjuagar con agua destilada los residuos retenidos en Huber, 2017). En las semillas de quinua, el almidón constituye el mayor componente, representando aproximadamente los tamices y recuperar el filtrado. del 53.5 % al 69.2 % del contenido de materia seca (Repo-Carrasco y Valdez, 2017) y para su extracción se propone el método propuesto por Jan, Panesar, y Singh (2017) que consiste en macerar las semillas molidas en una solución alcalina • Centrifugar el filtrado del tamizado a 4 000 r.p.m. por 15 minutos a 10 °C, descartar el sobrenadante y retirar diluida seguido de una etapa de neutralización con una solución de ácido diluido y lavados sucesivos con agua destilada cuidadosamente la capa amarilla formada en la parte superior del sedimento con ayuda de una espátula. para purificar el almidón de otros componentes. • Dispersar el material sedimentado en 500 mL de agua destilada y neutralizar con HCl (0.1 N), hasta obtener un 5.1.2. Reactivos, materiales y equipos pH de 7.0 Reactivos: ácido clorhídrico e hidróxido de sodio. Todos los reactivos son de grado analítico de las marcas Merck® • Centrifugar la suspensión de almidón a 4 000 r.p.m. por 15 minutos a 10 °C, descartar el sobrenadante y dispersar el y J.T. Baker®. material sedimentado nuevamente en 500 mL de agua destilada. Repetir esta misma operación cuatro veces más. Materiales: fiolas, espátulas de acero, probetas graduadas, pipetas graduadas, tubos cónicos para centrífuga, mortero • Secar el sedimento obtenido a 38 °C por 24 horas. de porcelana, magnetos, baguetas y tamices. 5.1.7. Referencias Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), balanza de precisión (Sartorius, TE6101), agitador magnético (Velp, MST), potenciómetro (Schott, Lab 850), centrífuga (Eppendorf, 5810R), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200) y BeMiller, J. N. y Huber, K. C. (2017). Carbohydrates. En S. Damodaran, K. L. Parkin, y O. R. Fennema (Eds.), Fennema’s estufa (Memmert, UFE500). Food Chemistry (4th ed., pp. 83–154). Boca Raton: CRC Press. 5.1.3. Muestreo CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 Jan, K. N., Panesar, P. S. y Singh, S. (2017). Process standardization for isolation of quinoa starch and its characterization (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. in comparison with other starches. Journal of Food Measurement and Characterization, 11(4), 1919–1927. doi: 5.1.4. Preparación de la muestra 10.1007/s11694-017-9574-6 Repo-Carrasco, R. y Valdez, J. (2017). Carbohydrates of kernels. En C. M. Haros y R. Schoenlechner (Eds.), Pseudocereals: Ventear las semillas de quinua de manera manual para eliminar los restos de paja, tierra y otros materiales extraños Chemistry and Technology (1st ed., pp. 49–70). Oxford, UK: John Wiley & Sons Ltd. y luego se retirar manualmente los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, moler las semillas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menor de 0.5 mm de diámetro. 5.1.5. Preparación de los reactivos Solución de hidróxido de sodio (0.25 %) (p/v) Pesar 5.0 g de hidróxido de sodio, agregar el contenido a una fiola de 2 000 mL, que contiene un volumen de 800 mL de agua destilada, agitar vigorosamente hasta que se disuelva el soluto y esperar a que se enfríe la mezcla. Finalmente, enrasar al volumen a 2 000 mL. Solución de ácido clorhídrico (0.1 N) Medir 0.4 mL de HCl concentrado con una pipeta graduada y con la ayuda de una bombilla succionar el ácido, agregar el volumen a una fiola de 100 mL que contiene un volumen de 50 mL de agua destilada, agitar y enrasar al volumen de 100 mL para preparar HCl (0.1 N). 56 57 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 5.2. Análisis del contenido de amilosa • Retirar el tubo del baño maría, dejar enfriar por 30 minutos a temperatura ambiente y verificar la presencia de un gel transparente, en caso contrario, volver a repetir el ensayo. 5.2.1. Fundamento • Trasvasar la solución dispersa del almidón a una fiola de 25 mL y enrasar con agua destilada. En la naturaleza, el almidón contenido en las diferentes fuentes vegetales y tejidos se encuentra constituido principalmente por los polímeros amilosa y amilopectina. La proporción de amilosa/amilopectina en los gránulos de • Medir 1 mL de la solución diluida y colocar en una fiola de 50 mL, añadir 5 mL de la solución de yodo y proceder almidón, así como su estructura molecular, determinan los principales parámetros de calidad, textura y estabilidad a enrasar con agua destilada. Dejar en reposo durante 15 minutos. (Schirmer, Höchstötter, Jekle, Arendt, y Becker, 2013). Para el caso del almidón de quinua se reportan contenidos de amilosa en el rango de 0.3 % a 27.7 % (Li y Zhu, 2018), y su determinación se realiza según el método colorimétrico • Medir la absorbancia a 600 nm contra un blanco (el blanco contiene todos los reactivos en las cantidades indicadas (Hoover y Ratnayake, 2001) que se fundamenta en la formación del complejo amilosa-yodo de color azul, cuya anteriormente, pero no se agrega muestra). absorbancia se relaciona directamente con el contenido de amilosa en la muestra. Preparación de la curva estándar 5.2.2. Reactivos, materiales y equipos • Preparar soluciones estándar de amilosa de 0 %, 10 %, 20 %, 30 %, 40 % y 50 % en tubos de centrífuga con los Reactivos: dimetilsulfóxido, yodo resublimado, yoduro de potasio, amilosa y amilopectina de almidón de papa. estándares de amilosa y amilopectina de papa de acuerdo a lo indicado en la tabla 3. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas Sigma-Aldrich®, Merck® y J.T. Baker®. Tabla 3 Materiales: tubos semiesféricos para centrífuga, espátulas de acero, fiolas, pipetas graduadas, probetas graduadas, Pesos de las mezclas de amilosa-amilopectina para construir la curva de calibración gradillas, micropipetas, puntas para micropipeta, mortero con pilón de porcelana y alcoholímetro. Contenido de amilosa (%) Amilosa (mg) Amilopectina (mg) Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), agitador de tubos (Thermo Scientific, M37610), baño maría (Memmert, 0 0 20 WNE 14), centrífuga (Eppendorf, 5430 R) y espectrofotómetro UV-VIS (Thermo Scientific, Genesys 10S) 10 2 18 5.2.3. Muestreo 20 4 16 Extraer muestras representativas del lote a evaluar de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ 30 6 14 GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin la presencia de daño 40 8 12 físico o biológico. 50 10 10 5.2.4. Preparación de la muestra Moler las muestras con la ayuda de un mortero, hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. • Elaborar la curva de calibración, graficar los valores de absorbancia versus el porcentaje de amilosa de las 5.2.5. Preparación de los reactivos soluciones estándar. Solución de dimetilsulfóxido (90 %) Cálculo En una probeta de 500 mL, añadir 450 mL de dimetilsulfóxido y luego 50 mL, de agua destilada, proceder a mezclar • Graficar la concentración de amilosa de cada solución estándar versus valores de absorbancia. con la ayuda de una bagueta. • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Solución de yodo: (0.0025 M I2)/ (0.0065 M KI) • Calcular el porcentaje de amilosa de las muestras. Usar la ecuación de la curva estándar (r2=0.999, y=0.003x + Para una solución de 100 ml, disolver 0.1079 g de yoduro de potasio en 1 ml de agua destilada en una fiola de 100 0.0661). ml. Añadir 0.0315 g de yodo, agitar hasta que todo el yodo se disuelva en la solución de yoduro de potasio. Ajustar (A - b) el volumen a 100 mL y almacenar en una botella oscura. Amilosa (%) = m 5.2.6. Procedimiento Donde: • Pesar 20 mg de almidón (con precisión de 0.1) en un tubo para centrífuga. A = Absorbancia de la muestra obtenida después de la reacción a 600 nm b = Constante intercepto del eje Y de la curva de calibración • Añadir 8 mL de dimetilsulfóxido (90 %) y agitar con vortex vigorosamente durante 2 minutos. m = Pendiente de la curva de calibración • Colocar el tubo en baño maría a temperatura de 85 °C durante 15 minutos, realizar agitaciones en el vortex cada 5 minutos. 58 59 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Ejemplo: 5.3. Análisis de solubilidad y poder de hinchamiento Muestra: Almidón de quinua 5.3.1. Fundamento A = 0.098 m = 0.003 El fenómeno de hinchamiento y posterior solubilización de la amilosa y amilopectina, se encuentran entre los b = 0.0661 cambios estructurales más importantes durante y después de la gelatinización de los gránulos de almidón (Ahmed, Tiwari, Imam, y Rao, 2012). Cuando el almidón se calienta en exceso de agua, la estructura cristalina se altera, ( 0.098 + 0.0661) provocando un aumento del volumen de los gránulos y la exudación de las macromoléculas (Hoover, 2001). El Amilosa (%) = 0.003 poder de hinchamiento (SP, por sus siglas en inglés), que es la cantidad de agua que un almidón puede absorber por Amilosa (%) = 10.63 gramo de almidón a una temperatura determinada, y el índice de la solubilidad (WSI, por sus siglas en inglés), que representan los sólidos lixiviados a una temperatura determinada, se determinaron de acuerdo a la metodología Observaciones propuesta por Li, Wang, y Zhu (2016) con ciertas modificaciones. Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. 5.3.2. Materiales y equipos Materiales: espátulas y pinzas de acero, tubos con fondo semiesférico para centrifuga, placas de acero inoxidable, 5.2.7. Referencias pipetas graduadas, campana desecadora y gel de sílice. CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), agitador de tubos (Thermo Scientific, M37610), baño maría (Memmert, Hoover, R. y Ratnayake, W. S. (2001). Determination of total amylose content of starch. En R. E. Wrolstad (Ed.), Current WNE 14), estufa (Memmert, UFE 500) y centrífuga (Eppendorf, 5430 R). Protocols in Food Analytical Chemistry (pp. 1–5). New York, USA: John Wiley & Sons Inc. 5.3.3. Muestreo Li, G. y Zhu, F. (2018). Quinoa starch: structure, properties, and applications. Carbohydrate Polymers, 181, 851–861. doi: 10.1016/j.carbpol.2017.11.067 Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ Schirmer, M., Höchstötter, A., Jekle, M., Arendt, E. y Becker, T. (2013). Physicochemical and morphological GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico characterization of different starches with variable amylose/amylopectin ratio. Food Hydrocolloids, 32(1), 52– o biológico. 63. doi: 10.1016/j.foodhyd.2012.11.032 5.3.4. Preparación de la muestra Moler las muestras de almidón en un mortero, hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. 5.3.5. Procedimiento • Pesar 75 mg de almidón en base seca (con precisión de 0.1 mg en base seca) en cinco tubos de fondo semiesférico para centrífuga de 10 mL. • Añadir 7.5 mL de agua destilada a cada tubo y agitar en el vortex durante 1 minuto. • Calentar la solución de almidón en baño maría durante 30 minutos, realizar agitaciones en el vortex cada 5 minutos. Colocar uno de los tubos a 55 °C, otro tubo a 65 °C, otro tubo a 75 °C, otro tubo a 85 °C y el último tubo a 95 °C. • Retirar los tubos del baño maría y dejar enfriar por 30 minutos a temperatura ambiente. • Centrifugar a 3 000 r.p.m. durante 30 minutos a temperatura ambiente. • Colocar el sobrenadante en recipientes de acero que han sido previamente secos a 98 °C - 100 °C y pesados con precisión de 0.1 mg. • Colocar los recipientes en la estufa a 100 °C por 5 horas hasta peso constante, dejar enfriar a temperatura ambiente en la campana desecadora y registrar el peso. • Retirar cuidadosamente el exceso de agua del tubo con ayuda de papel toalla y registrar el peso del tubo más el sedimento obtenido luego del proceso de centrifugado. 60 61 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Cálculo Cálculo del Índice de solubilidad: • Reportar el índice de solubilidad del almidón como el porcentaje de sólidos presentes en el sobrenadante luego Índice de solubilidad a 55 °C (%) (33.0022 - 33.0007) de calentar el almidón en exceso de agua a la temperatura específica. = 0.0752 * 100 = 1.99 Indice de = (Peso residuo seco - Peso recipiente) Índice de solubilidad a 65 °C (%) = (32.7437 - 32.7420) 100 = 2.26 s o l u b i li d a d ( % ) W * 100 0.0751 * Índice de solubilidad a 75 °C (%) (29.0372 - 29.0342) 100 = 3.99 Donde: = 0.0751 * Peso residuo seco = Peso del recipiente + sobrenadante seco (g) Índice de solubilidad a 85 °C (%) (33.7737 - 33.7703) = 0.0751 * 100 = 4.53 Peso recipiente = Peso del recipiente vacío (g) W = Peso de almidón (en base seca) (g) Índice de solubilidad a 95 °C (%) (32.9708 - 32.9665) = 0.0751 * 100 = 5.73 • Reportar el poder de hinchamiento del almidón como la capacidad de hidratación luego del calentamiento del almidón en exceso de agua a una temperatura específica. Cálculo del Poder de hinchamiento: Poder de = (Peso sedimento - Peso tubo) h i n c h a m i e n t o ( g / g ) W (100 - S) * 100 Poder de hinchamiento (g/g) a 55 °C (5.1280 - 4.9422)* = 0.0752 * (100-1.99) * 100 = 2.52 Donde: Poder de hinchamiento (g/g) a 65 °C (5.6631 - 4.8005) = 0.0751 * (100 -2.26) * 100 = 11.75 Peso sedimento = Peso del sedimento + tubo (g) Peso tubo = Peso del tubo vacío (g) Poder de hinchamiento (g/g) a 75 °C (6.1550 - 4.8845) W = Peso del almidón (en base seca) (g) = 0.0751 (100-3.99) * 100 = 17.61 * S = Índice de solubilidad del almidón Poder de hinchamiento (g/g) a 85 °C (6.5097 - 4.9422) 100 = 21.88 = 0.0751 * (100-4.53) * Ejemplo: Poder de hinchamiento (g/g) a 95 °C (6.5095 - 4.8007) = 0.0751 (100-5.73) * 100 = 24.14 * Muestra: almidón de quinua Observaciones Temperatura Resultados 55 °C 65 °C 75 °C 85 °C 95 °C Realizar el cálculo del peso del almidón en base seca. Realizar la corrección del peso del muestra tomando en cuenta el contenido de humedad de la muestra. W (g) 0.0752 0.0751 0.0751 0.0751 0.0751 Peso residuo seco (g) 33.0022 32.7437 29.0372 33.7737 32.9708 5.3.6. Referencias Ahmed, J., Tiwari, B. K., Imam, S. H. y Rao, M. A. (2012). Starch-based polymeric materials and nanocomposites: Peso recipiente (g) 33.0007 32.7420 29.0342 33.7703 32.9665 Chemistry, processing, and applications. Boca Raton: CRC Press. Peso sedimento (g) 5.1280 5.6631 6.1550 6.5097 6.5095 CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Hoover, R. (2001). Composition, molecular structure, and physicochemical properties of tuber and root starches: a Peso tubo (g) 4.9422 4.8005 4.8845 4.9422 4.8007 review. Carbohydrate Polymers, 45(3), 253–267. doi: 10.1016/S0144-8617(00)00260-5 Li, G., Wang, S. y Zhu, F. (2016). Physicochemical properties of quinoa starch. Carbohydrate Polymers, 137, 328–338. doi: 10.1016/j.carbpol.2015.10.064 62 63 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 5.4. Análisis de las propiedades de pasta Tabla 4 Peso de muestra y cantidad de agua para realizar la corrección de la humedad final (14 %) 5.4.1. Fundamento La mayor parte de los almidones consumidos en el mercado se someten a algún tipo de procesamiento, que Contenido de Peso de muestra Volumen de agua Contenido de Peso de muestra Volumen de agua generalmente implica el calentamiento en presencia de humedad bajo cizallamiento y luego enfriamiento. Por humedad (%) (14 % bs) (g) añadida (mL) humedad (%) (14 % bs) (g) añadida (mL) lo tanto, comprender los fenómenos que ocurren durante la gelatinización y retrogradación de un almidón en particular, permite conocer y predecir las propiedades funcionales del almidón procesado (Copeland, Blazek, 9.0 2.84 25.2 11.0 2.90 25.1 Salman, y Tang, 2009). El analizador rápido de viscosidad (RVA) es el equipo utilizado que evaluar las propiedades 9.2 2.84 25.2 11.2 2.91 25.1 de pasta de los almidones (Ahmed, Tiwari, Imam, y Rao, 2012). El RVA es un viscosímetro rotacional que mide la viscosidad en continuo de una muestra bajo condiciones controladas de temperatura y velocidad de rotación, 9.4 2.85 25.2 11.4 2.91 25.1 produciendo como resultado una curva típica en función de los cambios de viscosidad, producto del calentamiento 9.6 2.85 25.1 11.6 2.92 25.1 y del enfriamiento del almidón. 9.8 2.86 25.1 11.8 2.93 25.1 5.4.2. Materiales y equipos 10.0 2.87 25.1 12.0 2.93 25.1 10.2 2.87 25.1 12.2 2.94 25.1 Materiales: espátulas y pinzas de acero, placas de acero inoxidable, pipetas graduadas, campana desecadora, gel de sílice, canastilla de prueba y paleta agitadora. 10.4 2.88 25.1 12.4 2.95 25.1 10.6 2.89 25.1 12.6 2.95 25.0 Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UFE 500) y analizador rápido de viscosidad (Perten Instruments, 4500). 10.8 2.89 25.1 12.8 2.96 25.0 5.4.3. Muestreo Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ • Colocar la canastilla y la paleta agitadora en el acoplamiento del motor del equipo. GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico • Iniciar la corrida de la muestra en donde la viscosidad de la mezcla se representa en un gráfico visible en tiempo o biológico. real a través del monitor del PC conectado al equipo. 5.4.4. Preparación de la muestra • Una vez concluida la corrida, visualizar el informe del análisis en la pantalla de la PC (Tabla 5) Moler el almidón en un mortero, hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. 5.4.5. Procedimiento Tabla 5 Parámetros de temperatura, velocidad de agitación y tiempo de análisis del método STD1 • Calcular el contenido de humedad de la muestra según el método “Análisis del contenido de humedad y materia Pasting Profile seca”. • Pesar la cantidad de muestra en la canastilla de prueba, de acuerdo a su contenido de humedad, tal como se Etapa Parámetro Valor Tiempo de análisis describe en la tabla 4. 1 Temperatura 50 °C 00:00:00 • Añadir la cantidad de agua destilada, de acuerdo al contenido de humedad de la muestra, como se describe en la tabla 4. Disolver el almidón con ayuda de la paleta giratoria hasta formar una suspensión homogénea, sin 2 Velocidad 960 r.p.m. 00:00:00 presencia de grumos. 3 Velocidad 160 r.p.m. 00:00:10 • Encender el equipo RVA y seleccionar el método de procesamiento STD1 Pasting Profile (AACC Method 76-21.01, 4 Temperatura 50 °C 00:01:00 ICC Standard No. 162) desde el software TWC. Los parámetros de temperatura, velocidad de agitación y tiempo del 5 Temperatura 95 °C 00:04:42 método STD1 se presentan en la tabla 4. 6 Temperatura 95 °C 00:07:12 7 Temperatura 50 °C 00:11:00 Fin de la prueba 00:13:00 64 65 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Cálculo 6. COMPUESTOS FENÓLICOS POR Calcular las propiedades de la pasta con ayuda del software TWC. Los resultados que se obtienen son los siguientes: CROMATOGRAFÍA LÍQUIDA -HPLC • Pasting temperature: temperatura mínima en la que se inicia el incremento de la viscosidad de la suspensión. • Peak viscosity: máxima viscosidad alcanzada por la suspensión durante el calentamiento. 6.1. Fundamento • Minimum viscosity: mínima viscosidad alcanzada por la suspensión cuando se culmina el ciclo de calentamiento. El análisis de compuestos fenólicos por cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) incluye la evaluación de flavonoides y ácidos fenólicos en dos pasos importantes: 1) la hidrólisis de los compuestos fenólicos y 2) la elución • Breakdown: diferencia entre los valores de Peak viscosity y Minimum viscosity. y separación de los flavonoides y ácidos fenólicos por cromatografía líquida. Durante la hidrólisis los compuestos • Final viscosity: viscosidad alcanzada por la suspensión cuando se culmina la prueba. fenólicos se separan de su parte glicosídica al reaccionar con un ácido fuerte. El método de hidrólisis se realiza según lo descrito por Mattila y Hellström (2007) con algunas modificaciones. Luego de la hidrólisis, los compuestos • Setback: diferencia entre los valores de Final viscosity y Minimum viscosity. fenólicos son identificados y cuantificados por cromatografía líquida (HPLC). La metodología HPLC se adaptó a partir de la investigación de Repo-Carrasco-Valencia, Hellström, Pihlava y Mattila (2010). Debido a que los granos de quinua exhiben un efecto matriz importante, la cuantificación de los compuestos fenólicos se realiza mediante el método de adición de estándar. 6.2. Reactivos, materiales y equipos Reactivos: metanol, ácido clorhídrico, ácido ortofosfórico, ter-butilhidroxiquinona, hidróxido de sodio y acetonitrilo. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico y grado HPLC de las marcas Merck® y J.T. Baker®. Estándares: quercetina, kaempferol, naringenina, epicatequina, catequina, ácido gálico, ácido 4-hidroxibenzoico, ácido vanílico, ácido cafeico, ácido siríngico, ácido p-coumárico, ácido ferúlico y ácido clorogénico. Todos los estándares son de grado HPLC de la marca Sigma-Aldrich®. Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, micropipetas, puntas para micropipeta, tubos de vidrio con tapa rosca, gradillas, fiolas, probetas graduadas, viales de color ámbar, columna cromatográfica Kinetex® C18, 150 mm x 2.1 mm, 2.6 µm, precolumna y filtros de membrana de 0.45 µm. Equipos: balanza analítica (Sartoritus, Extend), agitador de tubos (Thermo Scientific M37610-33), bomba de vacío (Büchi, V-700), molino ultracentrífugo (Retsch, ZM 200), potenciómetro (Schott, Lab 850), agitador magnético (Velp Scientifica, Arec), baño de ultrasonido (Branson, 3510), baño maría (Memmert, WNE14), centrífuga (Eppendorf 5430 R), cromatógrafo líquido de alta eficiencia (Waters, e2695) y detector de arreglo de diodos (Waters, 2998). 6.3. Muestreo Figura 1. Perfil de viscosidad de pasta de almidón obtenido en el RVA. Adaptado de Copeland, Blazek, Salman y Tang (2009). Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/ GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico 5.3.6. Referencias o contaminación biológica. Ahmed, J., Tiwari, B. K., Imam, S. H. y Rao, M. A. (2012). Starch-based polymeric materials and nanocomposites: 6.4. Preparación de la muestra Chemistry, processing, and applications. Boca Raton: CRC Press. Ventear las semillas/granos manualmente para eliminar los restos de paja, tierra y otros materiales extraños y CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. luego, retirar los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Realizar la molienda de las Copeland, L., Blazek, J., Salman, H. y Tang, M. C. (2009). Form and functionality of starch. Food Hydrocolloids, 23(6), semillas en molino ultracentrífugo a 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. 1527–1534. doi: 10.1016/j.foodhyd.2008.09.016 6.5. Preparación de los reactivos Solución de metanol (62.5 %) (2 g/L BHT) Medir 156.3 mL de metanol grado HPLC, traspasarlo a un recipiente de 250 mL y agregar 500 mg de ter- butilhidroxiquinona (BHQ). Disolver con ayuda del equipo de baño ultrasonido y agregar 93.7 mL de agua destilada. 66 67 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Solución de ácido clorhídrico (6 N) Análisis cromatográfico Medir 25 mL de agua destilada y colocar en un recipiente de 200 mL. Medir en otra probeta seca 25 mL de HCl (37 %) • Realizar el análisis de compuestos fenólicos en una columna cromatográfica Kinetex® C18, 150 mm x 2.1 mm, 2.6 (ácido clorhídrico concentrado) y transvasar lentamente por las paredes el ácido sobre el medio acuoso. µm, unida a una pre-columna compatible. La fase móvil consiste en elución en gradiente de solvente A (buffer de ácido fosfórico (50 mM) a pH 2.5±0.05) y solvente B (acetonitrilo), cuyo programa se encuentra en la tabla 6. La Solución A: solución buffer de H3PO4 (50 mM) pH 2.5 temperatura de la cámara de columna es de 35 °C. Antes de iniciar el análisis, acondicionar la columna con la fase Agregar aproximadamente 400 mL de agua destilada en un vaso de precipitado, adicionar exactamente 1.53 mL de móvil (proporción inicial) por 30 minutos con un flujo de 0.16 mL/min y luego, realizar tres eluciones de solución ácido ortofosfórico (85 %) y mezclar con ayuda de un agitador magnético. Mientras se agita la solución, ajustar el blanco. El volumen de inyección tanto para las muestras como las soluciones estándar es de 2 µL. pH hasta 2.5±0.05 con gotas de solución de NaOH (8 N). Cuando el pH de la solución esté ajustado, trasvasar a una fiola de 500 mL y enrasar con agua destilada hasta 500 mL. Filtrar la solución preparada con un filtro de membrana Tabla 6 de 0.45 µm y degasificar en el equipo de ultrasonido por 10 minutos. Programa de elución en gradiente para el análisis por HPLC-DAD de compuestos fenólicos en matriz de granos de quinua Solución B: acetonitrilo Acetonitrilo grado HPLC. Degasificar por 10 minutos utilizando el equipo de ultrasonido. Tiempo (minuto) Flujo (mL/minuto) Solvente A (%) Solvente B (%) Pendiente Solución hidróxido de sodio (8 N) - 0.16 95.0 5.0 6 2.55 0.16 95.0 5.0 6 Pesar 31.99 g de hidróxido de sodio en un beaker de 250 mL de agua destilada y adicionar 80 mL de agua destilada. Utilizar un agitador magnético para facilitar la disolución del hidróxido de sodio. Cuando todo el hidróxido de sodio 8.65 0.16 85.0 15.0 6 se haya disuelto, dejar enfriar la solución y luego transvasar a una fiola de 100 mL. Enrasar con agua destilada hasta 20.36 0.16 85.0 15.0 6 completar los 100 mL. 30.55 0.16 50.0 50.0 6 6.6. Procedimiento 33.09 0.16 50.0 50.0 6 34.11 0.16 95.0 5.0 6 Extracción y digestión 45.00 0.16 95.0 5.0 6 • Pesar 500 mg de muestra molida dentro de una fiola de 25 mL. Rotular la fiola y cubrir con papel aluminio. • Añadir 10 mL de metanol (62.5 %) (2 g/L BHT) y homogeneizar con una agitación suave. • Para la detección y cuantificación, emplear un detector de arreglo de fotodiodos (Photodiode Array Detector, • Llevar la fiola a baño de ultrasonido por 5 minutos a temperatura ambiente. Agitar suavemente para homogenizar PDA), configurar en modo lectura fija a 254, 280, 329 y 370 nm. la muestra y evitar que se apelmace en el fondo de la fiola. • Iniciar el análisis con la elaboración de una curva de calibración mediante la inyección por duplicado de diluciones • Agregar 3.5 mL de solución estándar final (ver preparación más adelante) para la fortificación de las muestras. de solución estándar. Calcular las áreas de los picos correspondientes a cada compuesto fenólico y realizar la Para la preparación de la curva de calibración, el volumen varía según lo descrito en Preparación de la curva regresión lineal. La curva de calibración debe ser aceptable y presentar un coeficiente de correlación (R2 ajustado) estándar de compuestos fenólicos. mayor a .995 y un porcentaje residual menor a 5 % en cada nivel de la curva. • Agregar con cuidado 2.5 mL de HCl (6 N) para la digestión y cubrir las fiolas con papel aluminio. • Realizar el análisis de las muestras por duplicado, inyectar cada réplica dos veces. Utilizar la ecuación lineal, obtenida • Colocar las fiolas en baño maría a 70 °C por dos horas. Agitar la fiola cada 30 minutos para asegurar que el de la regresión de la curva de calibración, calcular la concentración de cada compuesto fenólico en quinua. solvente de digestión interactúe con toda la muestra. Preparación de la curva estándar de compuestos fenólicos • Luego de la digestión, retirar las fiolas del baño maría y llevarlas al baño de ultrasonido por 5 minutos. • Compuestos fenólicos a evaluar: ácido gálico, ácido 4-hidroxibenzóico, ácido vanílico, ácido cafeico, ácido • Enfriar las fiolas hasta alcanzar la temperatura ambiente. siríngico, ácido p-coumárico, ácido ferúlico, ácido clorogénico, quercetina, kaempferol, naringenina, epicatequina y catequina. Preparar la solución estándar conteniendo todos estos compuestos. • Completar el volumen de las fiolas hasta 25 mL utilizando metanol grado p.a. • La primera solución stock contiene solo los ácidos fenólicos (ácido gálico, ácido 4-hidroxibenzóico, ácido • Dejar reposar las fiolas por unos minutos hasta que las partículas más grandes precipiten y luego, filtrar usando vanílico, ácido cafeico, ácido siríngico, ácido p-coumárico, ácido ferúlico y ácido clorogénico) debido a que son filtros de jeringa de nylon 0.45 µm. químicamente más estables durante su almacenamiento. Pesar una cantidad exacta de cada estándar (Tabla 7) y colocarla en un frasco ambar de 50 mL. Agregar exactamente 20 mL de metanol (62.5 %) (2 g/L BHT) con ayuda • Colocar el filtrado en viales para HPLC de 2 mL color ámbar. de una micropipeta y colocar el frasco cerrado al baño de ultrasonido por 5 minutos hasta que todos los sólidos se hayan disuelto. 68 69 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Tabla 7 Cálculo Peso de ácidos fenólicos para la preparación de la solución stock de ácidos fenólicos Elaboración de curva de calibración Ácido fenólico Peso (mg) Realizar la curva de calibración para cada compuesto fenólico evaluado. En el eje X colocar la concentración teórica de cada nivel de calibración, mientras que en el eje Y colocar la resta de la señal obtenida de la muestra fortificada Ácido gálico 12.0 con la señal de la matriz. Ácido 4-hidroxibenzóico 12.0 Ácido vanílico 22.0 Ejemplo: Ácido cafeico 15.0 Ácido siríngico 12.0 Ácido cafeico Ácido p-coumárico 10.0 Peso de estándar = 15.0 mg Ácido ferúlico 10.0 Factor de dilución (Fd1) = 0.0005 Ácido clorogénico 10.0 Factor de dilución (Fd2) = X/25 (donde “X” es 2.0, 3.5 o 6.0, según el volumen de solución estándar final añadido al nivel de calibración) • Solución estándar final: preparar la solución estándar final. Pesar en la balanza analítica los flavonoides (quercetina, kaempferol, naringenina, catequina y epicatequina). Pesar exactamente los estándares (Tabla 8) y transferir a una fiola ámbar de 50 mL. Agregar 45 mL de metanol (62.5 %) (2 g/L BHT) y llevar por 5 minutos al Tabla 9 baño de ultrasonido, procurando disolver todos los sólidos. Elaboración de curva de calibración de ácido cafeico, siendo el eje X “concentración teórica”y el eje Y “área corregida” • Transferir 500 µL de la primera solución stock a la segunda solución stock y añadir metanol (62.5 %) (2 g/L BHT) Nivel de Factor dilución Concentración Área Área corregida hasta completar el volumen hasta 50 mL. Emplear la solución estándar final para la fortificación de la matriz y calibración (Fd1 x Fd2) teórica (mg/mL) Área matriz fortificada (diferencia) RSD (%) las muestras. Nivel 1 4 x 10-5 0.0006 159827 85778 74049 Tabla 8 1.42Nivel 1 4 x 10-5 0.0006 158352 85778 72574 Peso aproximado de ácidos fenólicos para la preparación de la solución estándar final Nivel 2 7x 10-5 0.00105 192342 85778 106564 1.45 Nivel 2 7 x 10-5 0.00105 194564 85778 108786 Flavonoide Peso (mg) Nivel 3 12 x 10-5 0.0018 261505 85778 175727 Quercetina 4.0 0.36Nivel 3 12 x 10-5 0.0018 262342 85778 176564 Kaempferol 4.0 Naringenina 12.0 Catequina 12.0 Epicatequina 12.0 • El primer nivel de calibración: seleccionar una muestra representativa de matriz y seguir el procedimiento descrito en extracción y digestión. En vez de agregar 3 mL de solución estándar final, agregar 2.0 mL. • El segundo nivel de calibración: seleccionar una muestra representativa de matriz y seguir el procedimiento descrito en extracción y digestión. En vez de agregar 3 mL de Solución estándar final, agregar 3.5 mL. • El tercer nivel de calibración: seleccionar una muestra representativa de matriz y seguir el procedimiento descrito en extracción y digestión. En vez de agregar 3 mL de solución estándar final, agregar 6.0 mL. Figura 2. Curva de calibración del ácido cafeico. Pendiente de curva = 86 266 326.53; intercepción de la curva = 19837.72; coeficiente de determinación corregido = 0.9975. 70 71 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Cuantificación del compuesto fenólico Concentración = 0.00067 * 1000(mg/100g) 500 0.99 0.04 * 100* * Luego de confirmar que el coeficiente de determinación corregido y la desviación estándar relativa corresponden a una regresión lineal, emplear los valores de “Intercepto” y “Pendiente de curva”. Para la cuantificación es necesario Concentración = 3.38 mg/100g restar la señal obtenida de la muestra fortificada con la concentración teórica del estándar agregado. (mg/100g) Ejemplo: Observaciones Ácido cafeico en semillas de quinua Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. Peso muestra (Wmp) = 500 mg Factor de dilución (Fdmp) = 0.04 Área 1 de matriz = 168692 6.7. Referencias Área 2 de matriz = 167639 CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Concentración = (Área de muestra-Intercepto en curva) Mattila, P. y Hellström, J. (2007). Phenolic acids in potatoes, vegetables, and some of their products. Journal of Food curva (mg/mL) (Pendiente de la curva) Composition and Analysis, 20(3), 152–160. doi: 10.1016/j.jfca.2006.05.007 Concentración (168692 - 19837.72) Repo-Carrasco-Valencia, R., Hellström, J. K., Pihlava, J. M. y Mattila, P. H. (2010). Flavonoids and other phenolic = curva (mg/mL) 86266326.53 compounds in Andean indigenous grains: Quinoa (Chenopodium quinoa), kañiwa (Chenopodium pallidicaule) and kiwicha (Amaranthus caudatus). Food Chemistry, 120(1), 128–133. doi: 10.1016/j.foodchem.2009.09.087 Concentración = 0.001726 curva (mg/mL) Tabla 10 Cuantificación de muestra de granos de quinua usando curva de calibración fortificada Nivel de calibración Área Concentración Concentración Diferenciacurva (mg/mL) teórica** (mg/mL) (mg/mL) %RSD Repetición 1 168692 0.001726 0.00105 0.000676 1.37 Repetición 2 167639 0.001713 0.00105 0.000663 ** Concentración agregada en el proceso de fortificación (concentración de segundo nivel de calibración). Concentración = D * 1000 * 100(mg/100g) W * Pot * Fd Donde: D: Promedio de Diferencia entre Concentración curva y Concentración teórica (mg/mL) W: Peso de la muestra problema (mg) Pot: Potencia de estándar utilizado Fd: Factor de dilución de la muestra (0.04) Ejemplo: Muestra: Semillas de quinua D = 0.00067 W = 500 Pot = 0.99 Fd= 0.04 72 73 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Anexo 7. PLAGUICIDAS EN SEMILLAS POR Anexo 6. Diagrama de flujo del tratamiento de muestras para el análisis de compuestos fenólicos por cromatografía líquida CROMATOGRAFÍA GASEOSA (GC-ECD) 7.1. Fundamento El control de plagas y enfermedades en los diferentes cultivos a nivel mundial se realiza con plaguicidas. Estos Muestra plaguicidas incluyen: herbicidas, insecticidas, nematicidas, moluscocidas, rodenticidas, bactericidas, repelentes de insectos, antimicrobianos, fungicidas, avicidas, entre otros. Estasustancias, presentan diferentes estructuras químicas, con principios activos diversos, dentro de los que se encuentran: compuestos organofosforados, 1 PESADO 500 mg de quinua molida compuestos carbamatos, compuestos organoclorados, piretroides, derivados del bipiridilo, triazinas, tiocarbamatos, derivados del ácido fenoxiacético, derivados de cumarinas, derivados de cloronitrofenol, compuestos de cobre, compuestos organomercuriales, entre otros; que se caracterizan por sus diferentes propiedades fisicoquímicas tales como polaridad, solubilidad, punto de ebullición y permiten su análisis utilizando una determinada técnica 2 DILUCIÓN espectrofotométrica o cromatográfica. Para el caso del cultivo de la quinua, en el manual se consideran cuatro pesticidas (dimetoato, clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina) comúnmente utilizados durante su cultivo y que se analizan por técnicas de cromatografía gaseosa con detector de captura de electrones (CG-ECD). Su residualidad 10 mL MeOH (62.5 %) y persistencia en el ambiente debe ser controlada y monitoreada a fin de no exceder los límites máximos 3 mL de solución estándar residuales permitidos por el Ministerio de Salud (MINSA, 2016) para nuestro país y por organismos regulatorios supranacionales a nivel internacional. 3 ULTRASONIDO 5 minutos 7.2. Reactivos, materiales y equipos Reactivos: metanol y acetato de etilo. Los solventes son de grado GC de las marcas Merck® y JT. Baker®. 4 DIGESTIÓN Estándares: dimetoato, clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina. Todos los estándares son de grado GC de la marca Sigma-Aldrich®. 2.5 mL HCl (6 N) 70 °C por 2 horas Materiales: espátulas de acero, vasos de precipitado, fiolas, tubos de vidrio con tapa rosca, cartuchos SPE de C18, micropipetas, puntas para micropipeta y papel Whatman N° 1. 5 ULTRASONIDO Equipos: balanza analítica (Sartorius, Extend), bomba de vacío (Büchi, V-700), molino ultracentrífugo (Retsch, ZM 200), baño de ultrasonido (Branson, 3510), agitador de tubos (Thermo Scientific, M37610-33), evaporador múltiple (Büchi, Multivapor P-6), cromatógrafo de gases acoplado a detector por captura de electrones (Thermo Scientific, 6 CENTRIFUGADO 10 000 r.p.m, 10 minutos Trace 1300) y sistema de extracción en fase solida (Waters, WAT200677). 7.3. Muestreo 7 FILTRACIÓN 0.45 µm Extraer una muestra representativa del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 8 INYECCIÓN EN CROMATÓGRAFO 7.4. Preparación de la muestra Ventear las semillas de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños y luego, retirar de forma manual los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, moler las semillas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menor de 0.5 mm de diámetro. 7.5. Procedimiento Extracción • Pesar 2 g de semillas molidas de quinua en un vaso de precipitado de 25 mL y agregar 6 mL de acetato de etilo. Cubrir el vaso de precipitado con papel aluminio para proteger de la luz. 74 75 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Llevar a baño de ultrasonido a temperatura ambiente por 35 minutos. Tabla 11 Elaboración de curva de calibración de clorotalonil • Filtrar el contenido empleando papel Whatman N° 1 y lavar con 5 mL de acetato de etilo dos veces. • Concentrar el filtrado hasta aproximadamente 2 mL utilizando un evaporador múltiple a 35 °C. Nivel de calibración Factor dilución Concentración RSD(Fd1 x Fd2) teórica (µg/L) Área matriz (%) • Realizar la extracción en fase sólida, empleando cartuchos C18 de 3 mL. Previamente, activar el cartucho con 2 Nivel 1 5 5 0.0526 mL de metanol y acondicionar con 2 mL de acetato de etilo. Cargar 2 mL del filtrado obtenido y eluir con 4 mL de 0.54 acetato de etilo. Nivel 1 5 5 0.0530 Nivel 2 25 25 0.2741 1.48 • Evaporar a sequedad, empleando el evaporador múltiple a 35 °C y reconstituir la muestra empleando 1 mL de acetato de etilo. Nivel 2 25 25 0.2799 Nivel 3 50 50 0.5405 0.97 • Diluir la muestra reconstituida en una proporción de 1 en 10 (0.1 mL de muestra con 0.9 mL de acetato de etilo) Nivel 3 50 50 0.5480 y colocar en un vial cromatográfico para su análisis. Nivel 4 75 75 0.8129 0.61 Condiciones cromatográficas Nivel 4 75 75 0.8200 • Realizar el análisis de pesticidas en matriz de semilla de quinua en un capilar cromatográfico TG-5MS 30 m x 0.25 mm, Nivel 5 100 100 1.0898 0.019 0.25 µm (Thermo Scientific). Configurar el programa de rampas de temperatura del horno de la siguiente manera: Nivel 5 100 100 1.0901 temperatura inicial de 40 °C (tiempo de mantenimiento de 1 minuto), calentamiento hasta 230 °C a una velocidad de 25 °C/minuto (tiempo de mantenimiento de 3 minutos) y de 230 °C hasta 265 °C a una velocidad de 3 °C/minuto (tiempo de mantenimiento de 0.5 minutos). La temperatura de inlet y detector: 260 °C y 300 °C, respectivamente. El volumen de inyección: 1 µL. Preparación de la curva estándar de dimetoato, clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina • Pesar 1 mg de dimetoato y diluir con 10 mL de acetato de etilo (solución stock 0.1 mg/mL) en un tubo de vidrio de 15 mL. Realizar el mismo procedimiento con clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina. Proteger de la luz. • Transvasar 10 µL de cada solución stock a una fiola y completar hasta 10 mL (solución intermedia 0.1 µg/mL). • De la solución intermedia, extraer los volúmenes 50, 250, 500, 750 y 1000 µL y llevar a 1 mL, para obtener 5 niveles de curva de calibración compuestos por 5, 25, 50, 75 y 100 ppb. Cálculo Elaboración de curva de calibración Realizar la curva de calibración para cada pesticida evaluado. En el eje X, colocar la concentración teórica de cada nivel de calibración, mientras que en el eje Y, colocar el área del pico del pesticida correspondiente a la concentración. Figura 3. Curva de calibración de clorotalonil. Pendiente de la curva = 0.01089; intercepto de la curva = 0.00077; coeficiente de determinación corregido = 0.99999. Ejemplo: Clorotalonil Peso de estándar = 1.0 mg Cuantificación del pesticida Factor de dilución (Fd1) = 0.0001 * 1 000 000 = 100 (para convertir de mg/mL a µg/L) Factor de dilución (Fd2) = Realizar la cuantificación del pesticida por duplicado. Para ello, emplear los resultados de intercepto de curva y X (donde “X” es 0.050, 0.250, 0.500, 0.750 y 1.000 según pendiente de curva, calculados en la regresión lineal de los estándares. el nivel de calibración) 76 77 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Ejemplo: Observaciones Clorotalonil en granos de quinua Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. Área repetición 1 = 0.1625 Área repetición 2 = 0.1634 7.6. Referencias En la repetición 1: CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. Concentración Área de muestra - Intercepto de curva INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú.= repetición 1 (µg/L) Pendiente de la curva Ministerio de Salud (MINSA). (2016). Norma Sanitaria que establece los Límites Máximos de Residuos (LMR) de plaguicidas de uso agricola en alimentos de consumo humano. Recperado de Concentración = (0.1625 - 0.00077) https://www.senasa.gob.pe/senasa/descargasarchivos/2014/11/RM-1006-2016-MINSA-con-NTS-128-MINSA-2016- repetición 1 (µg/L) 0.01089 DIGESA-LMR-Plaguicidas.pdf Concentración = 14.85 µg/L repetición 1 (µg/L) En la repetición 2: Concentración = Área de muestra - Intercepto de curva repetición 2 (µg/L) Pendiente de la curva Concentración = (0.1634 - 0.00077) repetición 1 (µg/L) 0.01089 Concentración = 14.93 µg/L repetición 1 (µg/L) Cálculo de la concentración de clorotalonil en semilla de quinua: Concentración de repetición (µg/L) = 14.85 y 14.93 µg/L Peso de muestra (kg) = 0.002 kg Potencia de estándar = 0.99 Factor de dilución = 1000 En la repetición 1: Concentración 1 = Concentración de repetición (µg/kg) Peso de muestra * Potencia de estándar * Factor de dilución Concentración 1 = 14.85 (µg/kg) 0.002 * 0.99 * 1000 Concentración 1 = 7.50 µg/kg repetición 1 (µg/L) En la repetición 2: Concentración 2 = Concentración de repetición (µg/kg) Peso de muestra * Potencia de estándar * Factor de dilución Concentración 2 = 14.93 (µg/kg) 0.002 * 0.99 * 1000 Concentración 2 = 7.54 µg/kg repetición 1 (µg/L) 78 79 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Anexo 8. MINERALES EN SEMILLAS Y PROCESADOS DE Anexo 7. Diagrama de flujo para el análisis de pesticidas dimetoato, clorotalonil, clorpirifos y cipermetrina de semillas QUINUA POR ESPECTROSCOPÍA DE ABSORCIÓN de quinua por cromatografía gaseosa MOLECULAR Y ATÓMICA 8.1. Análisis de fósforo Muestra 8.1.1. Fundamento El fósforo es un nutriente necesario para el crecimiento y desarrollo de todos los seres vivos, forma parte de la 1 PESADO 2 g quinua molida constitución y estructura de las membranas celulares y participa en la mayoría de los procesos metabólicos de los seres vivos (Miller, 2008). La detección y cuantificación de fósforo se realiza según el método 965.17 de la AOAC (1990) con 6 mL Acetato de etilo ciertas modificaciones. En este método, los poliácidos hexamolíbdico y tetravanádico se agrupan en torno al fósforo 2 60 minutos como átomo central, formando un complejo heteropoliácido estable de color amarillo que se cuantifica a 400 nm ULTRASONIDO (Carrasquero y Adams, 1995; Hanson, 1950). 8.1.2. Reactivos, materiales y equipos 3 FILTRACIÓN Whatman N° 1 Reactivos: fosfato de potasio monobásico, metavanadato de amonio, molibdato de amonio tetrahidratado, ácido clorhídrico, ácido nítrico y ácido perclórico. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas 4 LAVADO Merck®, Sigma-Aldrich® y J.T. Baker®. Materiales: espátulas y pinzas de acero, crisoles de porcelana, campana desecadora, gel de sílice, vasos de 2 mL Acetato de etilo (duplicado) Activación: 2 mL precipitado, matraces, fiolas, probetas graduadas, micropipetas, puntas para micropipeta, pipetas graduadas, Extracto de quinua 1 Metanol bombilla de succión, celdas de cuarzo, goteros, papel Whatman N° 1 y embudos. Realizar la 5 EXTRACCIÓN SPE Acondicionamiento: activación del Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UFE 500), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), 2 mL Acetato etilo cartucho de C18 mufla eléctrica (Thermo Scientific, FB1410M), cronómetro (Kenko, KK-5898), plancha de calentamiento (Thermo Extracto de quinua 2 Scientific, SP131530), campana extractora de gases (Labconco, Premier) y espectrofotómetro UV-Vis (Thermo Elución: 2 mL Acetato etilo x 2 Scientific, Genesys 10S). 6 EVAPORACIÓN Sequedad 8.1.3. Muestreo Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 7 RECONSTITUCIÓN 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 2 mL Acetato de etilo 8.1.4. Preparación de la muestra 8 DILUCIÓN 0.2 mL de extracto Semillas/granos crudos 1.8 mL Acetato de etilo Ventear las semillas/granos crudos de forma manual para eliminar restos de paja, tierra y otros materiales extraños y luego retirar de forma manual los granos defectuosos indicados en la NTP 205.062 (INACAL, 2014). Finalmente, 9 INYECCIÓN EN EL moler las semillas en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menor de CROMATÓGRAFO DE GASES 0.5 mm de diámetro. Extruidos y cocidos Moler los granos procesados en molino ultracentrífugo a velocidad de 18 000 r.p.m., hasta tamaños de partícula menores de 0.5 mm de diámetro. 80 81 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua 8.1.5. Preparación de reactivos • Con cuidado, colocar las muestras en las celdas de cuarzo para su lectura a 400 nm en el espectrofotómetro. Reactivo molibdovanato Preparación de la curva estándar con fósforo Pesar 10 g de molibdato de amonio tetrahidratado y disolver en un vaso de precipitado de 250 mL que contiene • Preparar una solución stock de fósforo (2 mg/mL). Pesar 0.8788 g de fosfato de potasio monobásico y llevar a un un volumen de 100 mL de agua destilada caliente. Agitar la solución en caliente hasta disolver por completo la sal volumen final de 100 mL con agua destilada. y dejar enfriar a temperatura ambiente. Por otra parte, pesar 0.5 g de metavanadato de amonio y disolver en un vaso de precipitado de 500 mL que contiene un volumen de 62.5 mL de agua destilada caliente, agitar la solución • Preparar una solución intermedia de 0.1 mg/mL de fósforo. Extraer una alícuota de 0.5 mL de la solución stock y en caliente hasta que se disuelva por completo la sal y dejar enfriar a temperatura ambiente. Agregar lentamente llevar a un volumen final de 10 mL con agua destilada. por las paredes del vaso del precipitado 62.5 mL de ácido perclórico concentrado (70 %) y luego de manera gradual, • Preparar soluciones con seis diferentes niveles de concentración para la curva de calibración, siendo las la solución de molibdato de amonio, preparada inicialmente. Finalmente, trasvasar la mezcla a una fiola de 500 mL concentraciones seleccionadas de 2, 3, 4, 5, 6 y 8 mg/L; extraer una alícuota de 0.1, 0.15, 0.2, 0.25, 0.3 y 0.4 mL y enrasar con agua destilada. de la solución intermedia y llevar a un volumen final de 5 mL con agua destilada. Solución de ácido nítrico (1+1) • Elaborar la curva de calibración, verificar que el rango de absorbancias se encuentre aproximadamente entre Medir 10 mL de agua destilada en una probeta graduada y trasvasar su contenido a un vaso de precipitado de 100 0.10 y 0.85 mL. En otra probeta graduada medir 10 mL de ácido nítrico concentrado (65 %) y añadir cuidadosamente al vaso de Cálculos precipitado que contiene agua destilada. Mezclar y dejar que la solución se enfríe a temperatura ambiente. • Graficar la concentración de cada solución estándar versus valores de absorbancia. Solución de ácido clorhídrico (1+1) • Interpolar en la curva de calibración el valor de la absorbancia y calcular la concentración de la muestra. Medir 100 mL de agua destilada en una probeta graduada y trasvasarlo a un vaso de precipitado de 500 mL. En otra probeta graduada, medir 100 mL de ácido clorhídrico concentrado (37 %) y añadir cuidadosamente al vaso de • Calcular la cantidad de fósforo como mgfósforo/g de muestra (mgP/g), usar la ecuación de la curva estándar precipitado que contiene agua destilada. Mezclar y dejar que la solución se enfríe a temperatura ambiente. (r2=1, y=0.0797x+0.0042). 8.1.6. Procedimiento Fósforo (mg P/g) = ([ A-b/ m] * V * Fd )Extracción W * 1 000 • Pesar 1 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un crisol de porcelana. Donde: • Incinerar las muestras a 600 °C por 4 horas o hasta que se haya completado la incineración (residuo final blanco/ A = Absorbancia de la muestra obtenidas después de la reacción a 400 nm gris). Apagar la mufla, retirar los crisoles cuando la temperatura al interior de la mufla sea menor a 250 °C y dejar b = Intercepto en eje Y de la curva de calibración enfriar a temperatura ambiente. m = Pendiente de la curva de calibración V = Volumen a diluir la muestra en la primera dilución (100 mL) • Una vez que los crisoles se encuentren fríos, añadir 10 gotas de agua destilada para humedecer las cenizas y Fd = Factor de dilución del extracto cuidadosamente añadir 4 mL de solución de ácido nítrico (1+1). W = Peso de la muestra (g) • Calentar los crisoles en una plancha de calentamiento hasta evaporar toda la solución de ácido nítrico (1+1) y enfriar a temperatura ambiente. Ejemplo: • Incinerar el residuo a 500 °C por 1 hora. Apagar la mufla, retirar los crisoles cuando la temperatura al interior de la Muestra: semillas de quinua mufla sea menor a 250 °C y dejar enfriar a temperatura ambiente. A = 0.272 • Una vez que los crisoles están fríos, añadir 10 mL de solución de ácido clorhídrico (1+1) y disolver las cenizas. V = 50 mL W =1.0000 • Filtrar la solución a través de un papel filtro Whatman N° 1 y colectar el filtrado en una fiola de 50 mL. Enrasar m = 0.0797 con agua destilada. b = 0.0042 Fd = 25 Determinación • Extraer 200 µL del extracto obtenido y trasvasar a una fiola de 5 mL. Fósforo = ([ 0.272 - 0.0042 / 0.0797] * 50* 25 ) (mg P/100g) 1.0000 * 1000 * 100 • Agregar 1 mL del reactivo molibdovanato, agitar durante 15 segundos y enrasar con agua destilada. Fósforo = 420.01 • Dejar en reposo la fiola por 10 minutos a temperatura ambiente. (mg P/100g) 82 83 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Observaciones 8.2. Análisis de potasio, calcio, magnesio, zinc, cobre y hierro Obtener las absorbancias de las muestras dentro del rango de linealidad del método espectrofotométrico, en 8.2.1. Fundamento algunos casos, realizar una nueva dilución, considerar en la fórmula del cálculo del contenido de fósforo. El análisis de potasio, calcio, magnesio, zinc, cobre y hierro se realiza por espectroscopia de absorción atómica (AAS, Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. por sus siglas en inglés). La técnica analítica se fundamenta en la absorción de radiación (visible o ultravioleta) por los átomos en estado gaseoso (Nielsen, 2010). La cantidad de radiación absorbida por los átomos está determinada 8.1.7. Referencias por la ley de Beer, que relaciona la pérdida de la radiación emitida por la fuente de radiación con la concentración de la especie química (Welz y Sperling, 1999). La preparación de la muestra se realiza según el método 975.03 de la AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed., Vol. 2). Arlington: AOAC (1990). Luego, los minerales son cuantificados mediante AAS a partir de las soluciones preparadas. Association of Analytical Chemists. Carrasquero, A. y Adams, M. (1995). Estudio del complejo amarillo vanadomolibdofosfórico para el análisis de fósforo 8.2.2. Reactivos, materiales y equipos en suelos. Venesuelos, 3(2), 83–88. Reactivos: ácido clorhídrico, ácido nítrico, ácido perclórico, soluciones estándar de calcio, potasio, magnesio, hierro, CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. cobre y zinc. Todos los reactivos y solventes son de grado analítico de las marcas Merck®, Sigma-Aldrich® y J.T. Baker®. Hanson, W. C. (1950). The photometric determination of phosphorus in fertilizers using the phosphovanado-molybdate Materiales: espátulas y pinzas de acero, crisoles de porcelana, campana desecadora, gel de sílice, vasos de complex. Journal of the Science of Food and Agriculture, 1(6), 172–173. doi: 10.1002/jsfa.2740010604 precipitado, fiolas, probetas graduadas, micropipetas, puntas para micropipeta, pipetas graduadas, bombilla de INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. succión, goteros, papel Whatman N° 1 y embudos. Miller, D. (2008). Minerals. En S. Damodaran, K. L. Parkin, y O. Fennema (Eds.), Fennema’s Food Chemistry (4th ed., pp. 521–564). Boca Raton: CRC Press. Equipos: balanza analítica (AND, HR-250AZ), estufa (Memmert, UFE 500), molino ultracentrífugo (Restch, ZM 200), mufla eléctrica (Thermo Scientific, FB1410M), plancha de calentamiento (Thermo Scientific, SP131530), campana extractora de gases (Labconco, Premier) y espectrómetro de absorción atómica (Perkin-Elmer, AAnalyst 200). 8.2.3. Muestreo Extraer muestras representativas del lote a evaluar, de acuerdo a los procedimientos indicados en la Norma CAC/GL 50 (CODEX ALIMENTARIUS, 2004). Las muestras se deben encontrar en buen estado, sin presencia de daño físico o biológico. 8.2.4. Preparación de la muestra Preparar la muestra como se describe en el procedimiento del método “Análisis de fósforo”. 8.2.5. Preparación de reactivos Solución de ácido nítrico (1+1) Medir 10 mL de agua destilada en una probeta graduada y trasvasarlo a un vaso de precipitado de 100 mL. En otra probeta graduada, medir 10 mL de ácido nítrico concentrado (65 %) y añadir cuidadosamente al vaso de precipitado que contiene agua destilada. Mezclar y dejar que la solución se enfríe a temperatura ambiente. Solución de ácido clorhídrico (1+1) Medir 100 mL de agua destilada en una probeta graduada y trasvasarlo a un vaso de precipitado de 500 mL. En otra probeta graduada, medir 100 mL de ácido clorhídrico concentrado (37 %) y añadir cuidadosamente al vaso de precipitado que contiene agua destilada. Mezclar y dejar que la solución se enfríe a temperatura ambiente. 8.2.6. Procedimiento Extracción • Pesar 1 g de muestra molida (con precisión de 0.1 mg) en un crisol de porcelana. • Incinerar las muestras a 600 °C por 4 horas o hasta que se haya completado la incineración (residuo final blanco/gris). Apagar la mufla, retirar los crisoles cuando la temperatura al interior de la mufla sea menor a 250 °C y dejar enfriar a temperatura ambiente. 84 85 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua • Una vez que los crisoles están fríos, añadir 10 gotas de agua destilada para humedecer las cenizas y cuidadosamente Cálculos añadir 4 mL de solución de ácido nítrico (1+1). Elaboración de la curva de calibración • Calentar los crisoles en una plancha de calentamiento hasta evaporar toda la solución de ácido nítrico (1+1) y enfriar a temperatura ambiente. Realizar la curva de calibración para cada mineral evaluado. En el eje X colocar la concentración teórica de cada nivel de calibración, mientras que en el eje Y, colocar la señal obtenida de la muestra. • Incinerar el residuo a 500 °C por 1 hora. Apagar la mufla, retirar los crisoles cuando la temperatura al interior de la mufla sea menor a 250 °C y dejar enfriar a temperatura ambiente. Ejemplo: • Una vez que los crisoles están fríos, añadir 10 mL de solución de ácido clorhídrico (1+1) y disolver las cenizas. Curva de solución de cobre • Filtrar la solución a través de un papel filtro Whatman N° 1 y colectar el filtrado en una fiola de 50 mL. Enrasar con agua destilada. Tabla 13 Datos de curva de calibración para cobre Parámetros del espectrómetro de absorción atómica Concentración (mg/L) Absorbancia Ecuación R2 Los valores de longitud de onda empleada y mezcla de gases para generación de la flama se detallan en la tabla 12. 0.5 0.060 1.0 0.125 Tabla 12 1.5 0.175 Y = 0.1132x + 0.9982 Parámetros del espectrómetro de absorción atómica 0.0062 2.0 0.229 Metal Longitud de onda (nm) Mezcla de gases para flama Flujo de gases (L/min) 2.5 0.291 Calcio 422.7 Óxido nitroso - acetileno 4.2 Cobre 324.8 Aire - acetileno 1.0 Cuantificación del mineral Hierro 248.3 Aire - acetileno 0.9 Potasio 766.5 Aire - acetileno 1.2 Realizar la curva de calibración para cada mineral evaluado. En el eje X colocar la concentración teórica de cada nivel de calibración, mientras que en el eje Y colocar el valor de la señal obtenida de la muestra. Magnesio 285.2 Aire - acetileno 1.0 Zinc 213.9 Aire - acetileno 1.0 Conce n t r a c i ó n = ([ A-b/ m] * V ) (mg/100g) W * 1000 Donde: Preparación de la curva estándar de minerales A = Absorbancia de la muestra • Construir las curvas de calibración a partir de las soluciones stock de cada elemento. Realizar cada curva de b = Constante intercepción en eje Y de la curva de calibración calibración por separado. m = Pendiente de la curva de calibración • Extraer una alícuota de 1 mL de solución stock de 1 000 mg/L y diluir con agua ultrapura hasta un volumen final V = Volumen a diluir la muestra en la primera dilución (10 mL) de 100 mL. Solución intermedia. W = Peso de la muestra (g) • A partir de esta solución intermedia (10 mg/L), preparar los niveles de calibración de la curva. Para ello, extraer Ejemplo: 2.5, 5.0, 7.5, 10.0 y 12.5 mL de la solución intermedia y enrasar a un volumen de 50 mL con agua ultrapura. Muestra: Semilla de quinua • Las curvas de calibración de los seis elementos contienen cinco niveles correspondientes a 0.5, 1.0, 1.5, 2.0 y 2.5 A = 0.0354 mg/L (o ppm). b = 0.0062 m = 0.1132 • Para disminuir el efecto de interferencias en la lectura de potasio, añadir buffer de ionización (0.2 % p/v) de cesio W = 1.0000 a las soluciones estándar y muestras. V = 50 mL • Para disminuir el efecto de interferencias en la lectura de magnesio, añadir el agente liberador de lantano (0.1 % Concentración ([ 0.211 - 0.0062 / 0.1132] * 50 ) p/v) y buffer de ionización de potasio (0.2 % p/v) a las soluciones estándar y muestras. 100(mg Cu/100g) = 1.000 * 1000 * Concentración 1 = 1.29 repetición 1 (µg/L) 86 87 /// Instituto Nacional de Innovación Agraria Metodologías analíticas en quinua Observaciones Anexo Los valores de la curva de calibración corresponden a la información presentada en el documento. Anexo 8. Diagrama de flujo del tratamiento de muestras para el análisis de minerales por absorción atómica 8.2.7. Referencias AOAC. (1990). Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists (15th ed., Vol. 2). Arlington: Association of Analytical Chemists. Muestra CODEX ALIMENTARIUS. (2004). Direcciones generales sobre muestreo. CAC/GL 50. Roma: FAO-WHO. INACAL. (2014). NTP 205.062. Granos Andinos. Quinua. Requisitos. Lima, Perú. Nielsen, S. S. (2010). Food Analysis (4th ed.). New York: Springer Science+Business Media. 1 PESADO 1 g de muestra molida Welz, B. y Sperling, M. (1999). Atomic absorption spectrometry (3rd ed.). Weinheim: Wiley-VCH. 2 INCINERACIÓN 600 °C por 4 horas 10 gotas de agua destilada 4 ml de HNO3 (1+1) 3 TRATAMIENTO ÁCIDO Ebullición hasta sequedad 4 INCINERACIÓN 500 °C por 1 hora 10 mL HCl (1+1) 5 RECONSTITUCIÓN 6 FILTRADO Papel Whatman N° 1 Agua destilada 7 DILUCIÓN Volumen final = 50 mL 8 ANÁLISIS EN ESPECTRÓMETRO DE ABSORCIÓN ATÓMICA 88 89